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Nom original: curcuma et THCs.pdf
Titre: THESE ENTIERE [FINALE]
Auteur: elise

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N° d’ordre : 3695

THESE
PRESENTÉE A

L’UNIVERSITE BORDEAUX I
ECOLE DOCTORALE DES SCIENCES CHIMIQUES
Par

Elise PORTES
POUR OBTENIR LE GRADE DE

DOCTEUR
Spécialité : CHIMIE ORGANIQUE

Synthèse et Etudes de Tétrahydrocurcuminoïdes :
Propriétés Photochimiques et Antioxydantes, Applications à la
Préservation de Matériaux d'Origine Naturelle.

Soutenue le 12 décembre 2008
Après avis de :
M M P. KRAUSZ
P. ROLLIN

Professeur, Université de Limoges
Professeur, Université d’Orléans

Devant la commission d’examen formée de :
M M A. DESCHAMPS
Professeur, ISTAB, Université Bordeaux 1
A. CASTELLAN Professeur émérite, Université Bordeaux 1
P. KRAUSZ
Professeur, Université de Limoges
P. ROLLIN
Professeur, Université d’Orléans
Invités :
V. COMA
Maître de conférence, Université Bordeaux 1
C. GARDRAT
Maître de conférence, Université Bordeaux 1

Rapporteur
Rapporteur

Président
Examinateur
Rapporteur
Rapporteur
Examinateur
Examinateur

Je dédie mon mémoire à mon regretté filleul et neveu, Clément PORTES, petit bonhomme de 4
ans qui m’a appris la définition du mot courage…

« L’amour ne disparaît jamais,
La mort n’est rien,
Je suis seulement passé dans la pièce à coté.
Je suis moi, vous êtes vous.
Ce que nous étions les uns pour les autres
Nous le sommes toujours.
Donnez –moi le petit nom
Que vous m’avez toujours donné,
Parlez –moi comme vous l’avez toujours fait,
N’employez pas un ton différent,
Continuez à rire de ce qui nous faisait rire ensemble.
Priez, souriez, pensez à moi, priez pour moi.
Que mon nom soit prononcé
A la maison comme il l’a toujours été.
La vie signifie ce qu’elle a toujours signifié.
Elle est ce qu’elle a toujours été. Le fil n’est pas coupé.
Pourquoi serai je hors de votre pensée,
Simplement parce que je suis hors de votre vue ?
Je suis juste de l’autre cote du chemin.
Vous voyez, tout est bien. »

Auteur inconnu

3

Remerciements
Ce mémoire est l’aboutissement d’un travail réalisé au sein du laboratoire Unité des Sciences
du Bois et des Biopolymères (USBB) de l’Université Bordeaux 1- France, dirigé par
Monsieur Patrick CASTERA. J’exprime ma profonde reconnaissance à ce laboratoire pour
m’avoir apporté les moyens humains et matériels me permettant de réaliser mon travail dans
les meilleures conditions, ainsi qu’au Ministère de l’Education Nationale et de la Recherche
qui a financé mes recherches.

Je tiens à remercier vivement le Professeur Alain CASTELLAN, pour l’honneur qu’il m’a fait
en acceptant la direction de ma thèse. Son dynamisme, sa disponibilité, son aide, ses précieux
conseils, ses connaissances scientifiques m’ont permis d’avancer plus loin dans mes
recherches. Je le remercie, tout particulièrement, pour ses grandes qualités humaines et son
soutien permanent, au long de ces trois années. Au même titre, je remercie Monsieur Christian
GARDRAT, Maître de conférence, Unité des Sciences du Bois et des Biopolymères,
Université Bordeaux 1, qui a codirigé ce travail. Ses connaissances en chimie analytique, sa
gentillesse, sa disponibilité, son soutien et son enthousiasme ont fortement contribué à ma
formation. De même, je remercie Madame Véronique COMA, Maître de conférence (HDR),
Unité des Sciences du Bois et des Biopolymères, Université Bordeaux 1, qui m’a dirigée lors
de mes recherches en microbiologie. Sa grande connaissance scientifique à la frontière de la
chimie et de la biologie, sa bonne humeur, ses enseignements et ses conseils m’ont été d’une
grande aide. Ce mémoire est le témoignage de ma reconnaissance et de mon estime envers ces
trois personnalités.

Mes remerciements vont aussi à Madame Florence FORGET et à Madame Gisèle
MARCHEGAY de l’unité MYCSA, Mycologie et Sécurité Alimentaire, INRA de Villenave
d’Ornon, qui m’ont accueillie et permis de réaliser mes études antimycotoxinogènes. Je les
remercie de m’avoir donné accès à leurs locaux et de m’avoir enseigné les techniques de
dosage des fumonisines. Merci pour leur disponibilité, leur gentillesse et leur aide.

Que Monsieur le Professeur Pierre KRAUSZ, Laboratoire de Chimie des Substances
Végétales, Université de Limoges ainsi que Monsieur le Professeur Patrick ROLLIN, Institut
de Chimie Organique, Université d’Orléans, reçoivent mes sincères remerciements pour avoir

5

accepté de rapporter et de juger mon travail. Je vous transmets ma profonde gratitude pour le
temps que vous avez consacré à la lecture de ce document ainsi que pour vos remarques lors
de ma soutenance.

A Monsieur le professeur Alain DESCHAMPS, Institut des Sciences et Techniques des
aliments (ISTAB), Université Bordeaux 1, pour m’avoir fait l’honneur d’accepter la
présidence du jury.

Je remercie, également, tous les membres de l’Unité des Sciences du Bois et des
Biopolymères, avec qui j’ai passé ces trois années de thèse. Je pense notamment à Monsieur
le Professeur Stephane GRELIER, au Professeur Bernard de JESO, à Monsieur Gille SEBE,
Maître de conférence, à Madame Frédéric PICHAVANT, Patricia GRANDINOT, Aziz
NOURMAMODE, Monique CAMPAGNOLE, Mélanie BOUSQUET, Eric VIROL,
supporteur des « girondins », Jean-Michel LASNIER et Gérard DIMIER, triste supporteur des
« canaris », Jean-Marc SIBAUD et autres pour l’ambiance conviviale du laboratoire au
quotidien. Je tiens à remercier plus particulièrement, Madame Dominique GOUZERH pour sa
bonne humeur, son aide pour toutes les démarches administratives et surtout pour nos
nombreux échanges sur les sujets d’actualité et sur les « girondins », source d’une vraie
amitié. Merci d’avoir été en quelque sorte « la maman » de tous les doctorants du laboratoire.
A vous mes collègues doctorants, Arnaud CHEUMANI, Mohamed JEBRANE, Thibaut
SURINI auquels je souhaite bon courage pour la fin de leurs recherches et aux docteurs,
Rachid BELALIA, Nicolas BORDENAVE, Marcel MEDZEGUE, Philippe TINGAUT,
Rodrigue SAFOU, sans oublier bien évidemment mon camarade de bureau et de paillasse,
Emmanuel CAZEILS, pour m’avoir montré le chemin à suivre.

Enfin à ma compagne Sabrina pour sa patience, son amour, son soutien et surtout sa confiance
inébranlable en moi. A mes parents, pour leurs encouragements et leur soutien tout au long de
mes études, à ma Grand-mère, pour son calme et sa sagesse. A mon frère et à Lucie, qui
m’ont confié la plus grande des responsabilité en faisant de moi la marraine de Clément et
bien sûr à mon filleul et neveu Clément, qui m’a donné force et courage tous les jours…
malgré son absence insurmontable… Merci à toute ma famille pour leur soutien et leur amour
qui m’ont permis d’aboutir au grade de Docteur en chimie organique et de devenir la personne
que je suis.

6

SOMMAIRE
INTRODUCTION ......................................................................................... 19

CHAPITRE I : MISE AU POINT BIBLIOGRAPHIQUE
A. Les tétrahydrocurcuminoïdes ....................................................................................25
1. Les curcuminoïdes.........................................................................................................26
1.1. Stabilité ..................................................................................................................26
1.1.1. En solution aqueuse .....................................................................................26
1.1.2. Stabilité photochimique...............................................................................27
1.2. Propriétés ...............................................................................................................28
1.2.1. Colorant .......................................................................................................28
1.2.2. Anti-inflammatoire......................................................................................28
1.2.3. Anti-cancérigène et inhibiteur HIV.............................................................29
1.3. Synthèse et caractéristiques structurales ................................................................29
1.3.1. Synthèse ......................................................................................................29
1.3.2. Caractéristiques structurales........................................................................31
1.3.2.1.
UV-visible .....................................................................................31
1.3.2.2.
R.M.N ............................................................................................32
2. Les tétrahydrocurcuminoïdes ........................................................................................32
2.1. Rapport entre curcuminoïdes et tétrahydrocurcuminoïdes ....................................32
2.2. Propriétés ...............................................................................................................34
2.2.1. Antioxydant .................................................................................................34
2.2.2. Propriétés pharmacologiques ......................................................................35
2.2.2.1.
Action anti-inflammatoire .............................................................35
2.2.2.2.
Effet antioxydant ...........................................................................36
2.2.2.3.
Toxicité..........................................................................................37
2.2.2.4.
Effet contre le cancer du colon ......................................................37
2.2.3. Application en cosmétique ..........................................................................38
2.3. Synthèse et caractéristiques structurales ................................................................39
2.3.1. Synthèse ......................................................................................................39
2.3.2. Caractéristiques structurales........................................................................39
2.3.2.1.
UV-visible .....................................................................................40
2.3.2.2.
I.R ..................................................................................................40
2.3.2.3.
R.M.N ............................................................................................41
2.3.2.4.
Spectrométrie de masse .................................................................42
2.3.2.5.
Structure cristalline........................................................................42
B. Caractérisation des propriétés antioxydantes ..........................................................44
1. L’oxydation en agroalimentaire ....................................................................................44
2. Les antioxydants............................................................................................................46
2.1. Additifs alimentaires ..............................................................................................46
2.2. Antioxydants d’origine naturelle ...........................................................................47
2.2.1. L’acide ascorbique et dérivés ......................................................................47
2.2.2. Tocophérols .................................................................................................47
2.2.3. Composés phénoliques extraits de végétaux ...............................................48

7

2.3. Antioxydants d’origine synthétique .......................................................................48
2.4. Mécanisme d’action ...............................................................................................49
3. Mesure de l’activité antioxydante .................................................................................50
3.1. Tests les moins fréquemment cités dans la littérature............................................50
3.1.1. Le β-carotène comme indicateur d’oxydation.............................................50
3.1.2. Le test Rancimat..........................................................................................50
3.1.3. Dosage des TBARS.....................................................................................50
3.2. Tests les plus utilisés..............................................................................................51
3.2.1. Test de réduction du radical-cation ABTS+° ou TEAC ..............................51
3.2.2. Test de capture des radicaux peroxyles : TRAP et ORAC .........................51
3.2.3. Test FRAP ...................................................................................................52
3.2.4. Test de réduction du radical stable DPPH° .................................................52
3.3. Comparaison des tests les plus utilisés ..................................................................56
C. Conservation des denrées alimentaires et matériaux d’emballage.........................58
1. Historique ......................................................................................................................58
2. Les contaminants microbiologiques..............................................................................58
2.1. Bactéries.................................................................................................................60
2.1.1. Généralités...................................................................................................60
2.1.2. Cas particulier : Listeria ..............................................................................60
2.1.2.1.
Morphologie et structure ...............................................................60
2.1.2.2.
Pathologie humaine .......................................................................61
2.2. Moisissures.............................................................................................................62
2.2.1. Généralités sur les moisissures toxinogènes ...............................................63
2.2.2. Cas particulier : Fusarium et fumonisines ..................................................64
2.2.2.1.
Morphologie et structure ...............................................................64
2.2.2.2.
Pathologie ......................................................................................67
3. Matériaux et emballages au contact des denrées alimentaires ......................................68
3.1. Biomatériaux et bioemballages ..............................................................................68
3.2. Les différents concepts d’emballages actifs...........................................................69
3.2.1. Interactifs.....................................................................................................69
3.2.2. Bioactifs. Antimicrobien .............................................................................70
3.4. Le chitosane ...........................................................................................................73
D. Motivation de la thèse .................................................................................................77

CHAPITRE II : PROPRIETES ANTIOXYDANTES ET
PHOTOCHIMIQUES DES TETRAHYDROCURCUMINOIDES
1. Synthèse des tétrahydrocurcuminoïdes .........................................................................81
1.1. Schéma général de synthèse...................................................................................81
1.2. Synthèses particulières : THC2, THC11 et THC12 ...............................................82
1.3. Tétrahydrocurcuminoïdes synthétisés....................................................................83
1.4. RMN des tétrahydrocurcuminoïdes .......................................................................85
1.5. Spectrométrie de masse..........................................................................................87
1.6. Spectrométrie d’absorption UV-visible .................................................................89

8

2. Etude des propriétés antioxydantes des tétrahydrocurcuminoïdes................................94
2.1. Mesure de l’activité antioxydante ..........................................................................94
2.2. Pouvoir antioxydant : résultats et discussion .........................................................97
2.2.1. Curcuminoïdes ............................................................................................99
2.2.2. Tétrahydrocurcuminoïdes............................................................................102
2.3. Conclusion .............................................................................................................108
3. Action de la lumière ultra-violette (UV) sur les tétrahydrocurcuminoïdes...................109
3.1. Photochimie des tétrahydrocurcuminoïdes ............................................................109
3.1.1. En solution alcoolique.................................................................................109
3.1.2. Tétrahydrocurcuminoïdes incorporés dans des films de
carboxyméthylcellulose CMC.....................................................................114
3.1.3. Photoproduits ..............................................................................................115
3.2. Conclusion .............................................................................................................120

CHAPITRE III : APPLICATION A LA PRESERVATION DES
PRODUITS D’ORIGINE NATURELLE
1. Elaboration de fims à propriétés antioxydantes et antibactériennes..............................123
1.1. Préparation de films à base de chitosane contenant des tétrahydrocurcuminoïdes.
Etude des propriétés antioxydantes........................................................................123
1.2. Etude des interactions entre les tétrahydrocurcuminoïdes et le chitosane .............127
1.3. Propriétés antibactériennes des tétrahydrocurcuminoïdes THCs et du chitosane
associé aux THCs...................................................................................................131
1.4. Conclusion .............................................................................................................134
2. Propriétés antifongiques et antimycotoxinogènes des THCs ........................................137
2.1. Etude des propriétés antifongiques des tétrahydrocurcuminoïdes THCs sur milieu
solide ......................................................................................................................138
2.1.1. Avant contamination ...................................................................................138
2.1.1.1.Etude de l’activité antifongique de THC1, THC4 et THC9..................138
2.1.1.2.Etude de l’activité antifongique des molécules représentant des
sous-unités des THCs ............................................................................142
2.1.1.3.Etude de l’activité antifongique des complexes THC4 / Cu (II)...........147
2.1.2. Après contamination ...................................................................................149
2.2. Action des tétrahydrocurcuminoïdes THCs sur la production de fumonisines B1 152

9

2.2.1. Justification et mise au point des conditions de l’étude en milieu liquide ..152
2.2.2. Influence de THC1 sur la production de la fumonisine B1.........................155
2.3. Conclusion .............................................................................................................158

CONCLUSION GENERALE ...................................................................... 159
CHAPITRE IV : PARTIE EXPERIMENTALE
1. Généralités.....................................................................................................................165
1.1. Produits chimiques.................................................................................................165
1.2. Solvants..................................................................................................................165
2. Techniques d’analyse ....................................................................................................165
2.1. Point de fusion .......................................................................................................165
2.2. Epaisseur des films.................................................................................................165
2.3. Chromatographies ..................................................................................................165
2.3.1. Chromatographie sur couche mince (CCM) ...............................................165
2.3.2. Chromatographie sur colonne de silice .......................................................165
2.3.3. Chromatographie GC-MS ...........................................................................166
2.3.4. Chromatographie en phase liquide à haute performance ............................166
2.4. Spectrométries .......................................................................................................167
2.4.1. Résonance magnétique nucléaire (RMN) ...................................................167
2.4.2. Spectrométrie d’absorption UV-visible.......................................................167
2.4.3. Spectrométrie de masse ...............................................................................167
2.4.4. Spectrométrie infra-rouge (IR)....................................................................167
3. Partie expérimentale relative au chapitre II...................................................................168
3.1. Synthèse .................................................................................................................168
3.1.1. Curcuminoïdes ............................................................................................169
3.1.2. Tétrahydrocurcuminoïdes............................................................................184
3.1.3. Molécules de référence ou modèles ............................................................194
3.1.4. Synthèse relative à l’étude de la photochimie des THCs ............................195
3.2. Pouvoir antioxydant ...............................................................................................197
3.2.1. Détermination du pouvoir antioxydant........................................................197
3.2.2. Etude cinétique ............................................................................................197
3.3. Photochimie ...........................................................................................................197

10

4. Partie expérimentale relative au chapitre III .................................................................200
4.1. Etude des bioemballages THCs / chitosane ...........................................................200
4.1.1. Formation des films par casting ..................................................................200
4.1.2. Etude du relargage des THCs......................................................................200
4.1.3. Pouvoir antioxydant des films.....................................................................200
4.1.4. Etude UV-visible des films .........................................................................201
4.1.5. Etude UV-visible des solutions filmogènes ................................................201
4.1.6. Activité antibactérienne...............................................................................202
4.1.6.1.Pré-culture de 18 heures pour la souche étudiée L. innocua .................202
4.1.6.2.Méthode 1 : méthode des disques .........................................................202
4.1.6.3.Méthode 2 : méthode d’enduction.........................................................204
4.2. Etude des propriétés antifongiques des tétrahydrocurcuminoïdes .........................205
4.2.1. Culture de la souche fongique, F. proliferatum ..........................................205
4.2.2. Préparation de l’inoculum ...........................................................................205
4.2.3. Etude sur milieu solide................................................................................205
4.2.3.1.Test avant contamination ......................................................................205
4.2.3.2.Test après contamination.......................................................................206
4.2.4. Etude en milieu liquide ...............................................................................207
4.2.4.1.Préparation du milieu de culture ..........................................................207
4.2.4.2.Protocole................................................................................................207
4.2.4.3.Analyse des fumonisines .......................................................................207
4.2.4.3.1. Arrêt des cultures ......................................................................207
4.2.4.3.2. Extraction des fumonisines .......................................................207
4.2.4.3.3. Dosage des fumonisines ............................................................208
4.3. Elaboration du complexe de cuivre (II) de THC4..................................................209
4.4. Analyse statistique des données…………………………………………………..210

ANNEXES
Annexe 1 : Etude de la cinétique de la réaction entre un antioxydant et le DPPH .............213

Annexe 2 : Réduction du radical DPPH par le BHT et l’eugénol.......................................215

11

Annexe 3 : Réduction du radical DPPH par les curcuminoïdes Cs et les
tétrahydrocurcuminoïdes THCs ..........................................................................................216

Annexe 4 : Cinétique de réaction entre le DPPH et THC1 .................................................221

REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES.................................................... 223

12

Table des illustrations
Figure I-1 : Photos du Curcuma longa L et de son rhizome
Figure I-2 : Les curcuminoïdes naturels isolés de Curcuma longa L.
Figure I-3 : Dégradation de la curcumine en milieu alcalin (Tonnesen et al., 1985)
Figure I-4 : Structure de type anion quinonoïde
Figure I-5 : Dégradation photochimique de la 1,7-diphényl-1,6-heptadiène-3,5-dione
(Sundaryono et al., 2003)
Figure I-6 : Synthèse de la curcumine décrite par Pabon (1964)
Figure I-7 : Structure générale des curcuminoïdes
Figure I-8 : Synthèse générale des curcuminoïdes dissymétriques
Figure I-9 : Spectre UV-visible de la curcumine C1
Figure I-10 : Equilibre céto-énolique
Figure I-11 : Métabolites proposés pour la biotransformation de la curcumine chez la souris
(Pan et al., 1999)
Figure I-12 : Stabilité de la curcumine, C1 et de la tétrahydrocurcumine, THC1 à pH = 7,2
(Pan et al., 1999)
Figure I-13 : Détermination de l"effective dose 50 %" (ED50) de la tétrahydrocurcumine,
THC1 (Mukhopadhyay et al., 1982)
Figure I-14 : Valeur ED50 pour la curcumine C1, la tétrahydrocurcumine THC1, le sel de
sodium/curcumine NaC1 et la phénylbutazone PB (Mukhopadhyay et al., 1982)
Figure I-15 : Activité antioxydante de la curcumine C1, de la bis-déméthoxycurcumine C3 et
de la tétrahydrocurcumine THC1 (www.tetrahydrocurcuminoids.com)
Figure I-16 : Molécules testées pour leurs effets chimiopréventifs (Kim et al., 1998)
Figure I-17 : Evaluation de l’activité anti-cancérigène(Kim et al., 1998)
Figure I-18 : Numérotation des atomes des tétrahydrocurcuminoïdes
Figure I-19 : Structure cristalline de THC1 : (Girija et al., 2004)
Figure I-20 : Oxydation d’un acide gras insaturé
Figure I-21: L’acide L-ascorbique
Figure I-22 : Formule des α, γ et δ-tocophérols
Figure I-23 : Mécanisme d’action des antioxydants phénoliques (Sherwin, 1976)
Figure I-24 : Structure du β-carotène
Figure I-25 : Structure du malondialdéhyde MDA
Figure I-26 : Structure du radical-cation ABTS+°
Figure I-27 : Génération de radicaux peroxyles à partir du AAPH
Figure I-28 : Structure du radical stable DPPH°
Figure I-29 : Spectre d’absorption du radical DPPH°
Figure I-30 : Evolution du spectre du DPPH° lors de sa réduction par l’acide
dihydrocaféique (Roche et al., 2005)
Figure I-31 : Etude cinétique de la réaction entre le DPPH° et le BHT
Figure I-32 : Mécanisme proposé pour la réaction entre le BHT et le DPPH° (BrandWilliams et al., 1995)
Figure I-33 : Structure de quelques mycotoxines
Figure I-34 : Structure morphologique des Fusarium (Summerbell et al., 1988)
Figure I-35 et I-36 : Phialides et micronidies de Fusarium proliferatum (X 1000)
Figure I-37 : Structure de la fumonisine B1 (Bezuidenhout et al., 1988)
Figure I-38 : Structure de l’OPA
Figure I-39 : Incorporation d’un agent antimicrobien dans le support
Figure I-40 : Immobilisation d’un agent antimicrobien dans la matrice de l’emballage
Figure I-41 : Exemple de structure pour une chitine déacétylée à 40 %

13

Figure I-43 : THCs synthétisés
Figure II-1 : Synthèse des tétrahydrocurcuminoïdes THCs symétriques
Figure II-2 : Synthèse de la tétrahydrodéméthoxycurcumine THC2
Figure II-3 : Synthèse des aldéhydes utilisés pour la synthèse de THC11 (a) et THC12 (b)
Figure II-4 : Numérotation des atomes de la tétrahydrocurcumine THC1
Figure II-5 : Spectre de masse LSIMS, basse résolution, de la tétrahydrocurcumine THC1
Figure II-6 : Mode de fragmentation de la tétrahydrocurcumine THC1 (m/z et abondance
relative)
Figure II-7 : Fragmentations en mode LSIMS des tétrahydrocurcuminoïdes THCs
Figure II-8 : Spectres d’absorption en epsilon des THCs étudiés, dans l’éthanol et à
température ambiante
Figure II-9 : Spectre théorique de la tétrahydrocurcumine THC1 dans le méthanol à
température ambiante
Figure II-10 : Spectre UV-visible de THC1 en solution aqueuse à différents pH
Figure II-11 : Zoom sur la zone 275-285 nm du spectre de THC1 en fonction du pH
Figure II-12 : Détermination du 1er pKa de THC1
Figure II-13 : Structures du 4-n-propyl gaïacol PG (a), du BHT (b) et de l’eugénol (c)
Figure II-14 : Influence du 4-n-propyl gaïacol sur A515 nm d’une solution de DPPH° pour
différents rapports molaires
Figure II-15 : Détermination de l’EC50 du 4-n-propyl gaïacol (PG)
Figure II-16 : Détermination de l’EC50 du BHT (a) et de l’eugénol (b)
Figure II-17 : Schéma d’un phénol de type syringyle
Figure II-18 : Délocalisation du radical avec la curcumine C1 (a) et l’isocurcumine C5 (b)
Figure II-19 : Stabilisation d’un radical phénoxyle (Barclay et al., 1997)
Figure II-20 : Atomes d’hydrogène potentiellement réactifs sur la
tétrahydrodéméthoxycurcumine THC2
Figure II-21 : Structure du catéchol (A) et du n-propyl gaïacol (PG) (Barclay et al., 2003)
Figure II-22 : Stabilisation du radical issu de la molécule de type catéchol (A) d’après
Barclay et al. (2003)
Figure II-23 : Orbitales moléculaires du benzène
Figure II-24 : Structure des molécules HHC1(a) et OHC1(b)
Figure II-25 : Structure du Trolox
Figure II-26 : Sites réactifs à l’oxydation pour THC1 (a) et C1 (b)
Figure II-27 : Effet mésomère sur le radical benzylique
Figure II-28 : (a) Spectre d’absorption de THC1 soumise à une irradiation à 254 nm, dans
l’éthanol et (b) Spectre de différence entre 0 et 90 min d’irradiation
Figure II-29 : (a) Spectre d’absorption de THC1 soumise à une irradiation > 300 nm, dans
l’éthanol et (b) Spectre de différence entre 0 et 90 min d’irradiation
Figure II-30 : Spectre d’absorption de THC7 (a) et THC11 (b) après irradiation à 254 nm et
à température ambiante
Figure II-31 : Spectre de différence de THC11 calculé entre 0 et 15 min d’irradiation à
254 nm
Figure II-32 : Réaction de Norrish, type I
Figure II-33: Structure de la carboxyméthylcellulose CMC
Figure II-34 : Spectre d’absorption de THC1 incorporée dans une matrice de CMC et
soumise à une irradiation à 254 nm
Figure II-35 : Spectre UV du 4-n-propyl gaïacol PG après irradiation à 254 nm, dans du
méthanol et à température ambiante
Figure II-36 : Spectre de différence du 4-n-propyl gaïacol, PG, entre 0 et 60 minutes dans le
méthanol

14

Figure II-37 : Spectre d’absorption de la 4-propyl-orthoquinone OQ et de la méthylène
quinone QM dans le méthanol
Figure II-38 : Synthèse de la méthylène quinone QM
Figure II-39 : Isomères E / Z de QMPG
Figure II-40 : Photoréactivité proposée du 4-n-propyl gaïacol PG irradié par une lampe
basse pression, dans le méthanol. Mimétisme de la photoréactivité des THCs
Figure III-1 : Structure des deux THCs incorporés dans le film de chitosane
Figure III-2 : Spectre UV-visible d’un film THC9 / chitosane avec l’absorbance ramenée à
l’épaisseur du film
Figure III-3 : Libération, en fonction du temps, de THC1 et THC9 incorporés dans des films
de chitosane dans du méthanol sous agitation, à température ambiante
Figure III-4 : Consommation de DPPH° par les THCs issus du film de chitosane en fonction
du temps, à température ambiante
Figure III-5 : Spectres d’absorption UV-visible des films de THCs / chitosane, de chitosane
seul, de différence et spectre d’absorption des THCs seuls dans le méthanol, (a) :
THC1 ; (b) : THC9
Figure III-6 : Spectres d’absorption UV-visible des films THCs / chitosane (1 % en masse par
rapport au chitosane) dissous dans une solution aqueuse d’acide acétique 1 %,
diluées au 1/5ème corrigés de l’absorption du chitosane et des THCs seuls à la
même concentration
Figure III-7 : Spectre d’absorption UV-visible des mélanges THCs / glucosamine dans l’acide
acétique 1 %, corrigés de l’absorption de la glucosamine et de THC (a) THC1, C1
= 10-4 mol.L-1, C2 = 5.10-4 mol.L-1 (b) THC9, C1 = 10-4 mol.L-1, C2 = 2,5.10- 4
mol.L-1
Figure III-8 : Schématisation des méthodes microbiologiques utilisées pour tester l’activité
antibactérienne
Figure III-9 : Bioactivité des solutions filmogènes chitosane / THCs sur L. innocua
Figure III-10 : Aspect des souches de Fusarium proliferatum, après 8 jours de culture, en
petite boîte de Pétri, à 25°C et 75 % d’humidité relative
Figure III-11 : Structure de THC4
Figure III-12 : Croissance mycélienne radiale en fonction du temps (a) : THC1 ; (b) : THC9 ;
(c) : THC4
Figure III-13 : Aspect visuel des boîtes au bout de 4 jours d’incubation. Test de l’activité
antifongique de THC1 à (a) : 2,7.10-6 mol.L-1, (b) : 8.10-6 mol.L-1, (c) : 13,4.10-6
mol.L-1 par rapport à l’eau (T1) et au THF (T2), témoins de croissance
Figure III14 : Activité antifongique de THC1, THC4 et THC9. Inhibition de croissance
mycélienne mesurée au bout de 10 jours d’incubation à 25°C et 75 % HR
Figure III-15 : Structures de l’acétylacétone AA et du propyl gaïacol PG
Figure III-16 : Activité antifongique du propyl gaïacol PG et de l’acétylacétone AA comparée
à THC1 et THC4. (a) Croissance mycélienne radiale, (b) pourcentage
d’inhibition, en fonction du temps
Figure III-17 : Structure de l’acide cinnamique
Figure III-18 : Structure (a) de l’eugénol et (b) de l’acide férulique
Figure III-19 : Activité antifongique de l’eugénol et de l’acide férulique comparée au propyl
gaïacol. Croissance mycélienne radiale en fonction du temps
Figure III-20 : Structure du complexe formé entre THC4 et Cu(II)
Figure III-21 : Spectre UV-visible de THC4 et du complexe formé entre Cu(II) et THC4
Figure III-22 : Test de l’activité antifongique, (a) avant et (b) après contamination

15

Figure III-23 : Aspect des cultures de F. proliferatum, avec dépôt de THCs après
contamination, après 13 jours de culture : (a) THC1 ; (b) THC9 par rapport aux
témoins : (T1) eau ; (T2) : solvant et (C) : chitosane
Figure III-24 : Aspect des cultures en milieu liquide de Fusarium proliferatum à (a) t = 0 jour
et (b) t = 10 jours
Figure III-25 : Cinétique de croissance par pesée de matière sèche de F. proliferatum en
présence de THC1 à 0,7 mg.mL-1, 1 mg.mL-1 et 1,5 mg.mL-1
Figure III-26 : Cinétique de croissance par pesée de matière sèche de F. proliferatum en
présence de THC1 à 0,3 mg.mL-1, 0,5 mg.mL-1 et 0,7 mg.mL-1
Figure III-27 : Influence de THC1 sur la quantité de la fumonisine B1 produites en fonction
du temps, dosées par HPLC après dérivation
Figure III-28 : Influence de THC1 sur la quantité de la fumonisine B1produites en fonction du
temps d’incubation

Tableau I-1 : Valeurs des pKa de la curcumine données dans la littérature
Tableau I-2 : Différents catalyseurs utilisés pour l’hydrogénation de la curcumine
Tableau I-3 : Position et intensité de la 1ère bande d’absorption UV-visible de THC1, THC2,
THC3
Tableau I-4 : Données spectrales infra-rouge de THC1, THC2, THC3
Tableau I-5 : Déplacements chimiques (δ ppm) des protons de THC1 (Solvant : CDCl3 ;
Venkateswarlu et al., 2000)
Tableau I-6 : Déplacements chimiques (δ ppm) des protons de THC2 (Solvant : CDCl3 ;
Venkateswarlu et al., 2000)
Tableau I-7 : Déplacements chimiques (δ ppm) des protons de THC3
Tableau I-8 : Déplacements chimiques (δ ppm) des 13C de THC3 (Solvant : CD3OD ;
Kamnaing et al., 2003)
Tableau I-9: Classification des additifs alimentaires (Denil et al., 2001)
Tableau I-10 : Quelques composés phénoliques à activité antioxydante dans les épices
Tableau I-11 : Structures de quelques antioxydants synthétiques
Tableau I-12 : Choix du protocole à utiliser pour la mesure de l’activité antioxydante
(Frankel et al., 2000 ; Prior et al., 2005)
Tableau I-13 : Principales caractéristiques des cas de listérioses identifiés par la DO* et le
CNR** des Listeria en France entre 1999-2006 (Institut national de veille
sanitaire)
Tableau I-14 : Moisissures et mycotoxines retrouvées dans divers aliments
Tableau I-15 : Mycotoxicoses induites par FB1 chez divers animaux
Tableau I-16 : Teneurs maximales en fumonisines B1 dans les denrées alimentaires,
exprimées en µg/kg (AFSSA, 2006)
Tableau I-17 : Exemples de systèmes d’emballages interactifs commerciaux
Tableau I-18 : Exemples de systèmes d’emballages bioactifs
Tableau I-19 : Caractéristiques physico-chimiques du chitosane (Bordenave., 2007)
Tableau I-20 : Différentes applications du chitosane (Li et al., 1992)
Tableau II-1 : Structure des curcuminoïdes (Cs) et tétrahydrocurcuminoïdes (THCs)
Tableau II-2 : Rendement de synthèse et points de fusion des Cs et THCs synthétisés
Tableau II-3 : RMN 1H de THC1, dans le chloroforme deutérié CDCl3
Tableau II-4 : RMN 13C de THC1, dans le chloroforme deutérié CDCl3
Tableau II-5 : Pouvoir antioxydant des molécules Cs et THCs les plus actives
Tableau II-6 : Constante de vitesse relative d’abstraction du premier hydrogène par
comparaison avec le BHT

16

Tableau II-7 : Composés les moins efficaces pour réduire le DPPH°
Tableau II-8 : Valeurs des 1er pKa
Tableau III-1 : Bioactivité de différents solvants organiques sur L. innocua
Tableau III-2 : Bioactivité des THCs sur L. innocua, selon la méthode 2 d’enduction après
contamination
Tableau III-3 : Bioactivité des solutions filmogènes chitosane / THCs sur L. innocua selon la
méthode 2 d’enduction après contamination
Tableau III-4 : Croissance mycélienne radiale et pourcentage d’inhibition de la croissance
radiale relevée au bout de 10 jours d’incubation à 25°C et 75 % HR
Tableau III-5 : Croissance mycélienne radiale et pourcentage d’inhibition de la croissance
radiale relevée au bout de 10 jours d’incubation à 25°C et 75 % HR
Tableau III-6 : Ligands bioactifs formant des complexes cuivriques de type L2(CuII), cités
dans la littérature
Tableau III-7 : Observation visuelle de la croissance de F. proliferatum en présence de THC1
ou THC9 à 0,2 mg.mL-1 dans un mélange [THF / acide acétique (0,17 %) (v/v :
1/1)] par rapport au témoin eau, au témoin solvant et au témoin positif, le
chitosane à 0,2 mg.mL-1
Tableau III-8 : Inhibition de la production de la fumonisine B1 par THC1, par rapport au
témoin eau
Tableau III-9 : Inhibition de la production de la fumonisine B1 par THC1, par rapport au
témoin eau

17

LISTE DES ABREVIATIONS

THCs
THC1
Cs
C1
C2
C3
HHC1
OQ
PG

Tétrahydrocurcuminoïdes
Tétrahydrocurcumine
Curcuminoïdes
Curcumine
Déméthoxycurcumine
Bisdéméthoxycurcumine
Hexahydrocurcumine
Orthoquinone
4-n-propylgaïacol

BHT
BHA
NaC1
PB
TEC1
DMP
OHC1
QM
AA

Butylhydroxytoluène
Butylhydroxyanisole
Sel de sodium/curcumine
Phénylbutazone
Triéthylcurcumine
1,2-Diméthylhydrazine
Octahydrocurcumine
Méthylquinone
Acétylacétone

ED50
LD50
EC50
ARP
SV
NRD
MR

Dose Effective
Dose Létale
Concentration Efficace
Pouvoir anti-radicalaire
Valeur stœchiométrique
Nombre de DPPH° réduit
Rapport Molaire

rpm
DDA
TB
PDA

RMN
CCM
HPLC
IR
SM
LSIMS

Résonance magnétique nucléaire
Chromatographie sur couche mince
Chromatographie liquide haute performance
Infra Rouge
Spectrométrie de masse
Liquid Secondary Ion Mass Spectrometry

TBARS
MDA
ABTS+°
TEAC
TRAP
ORAC
FRAP
DPPH°

Thiobarbituric acid reactive substances
Malondialdéhyde
2,2’-azinobis(3-éthylbenzothiazoline-6-sulfonique)
Capacité Antioxydante Equivalente au Trolox
Total Radical Trapping Antioxidant Potantial
Oxygen Radical Absorbance Capacity
Ferric Reducing Ability of Plasma
2,2-Diphényl-1-picrylhydrazyle

OPA
MC
CMC
HPMC
PE
FB1

Ortho-phthaldialdéhyde
Méthylcellulose
Carboxyméthylcellulose
Hydroxypropylméthylcellulose
Polyéthylène
Fumonisine B1

Rotation par minute
Degré de déacétylation
Tryptose Broth
Potato Dextrose Agar

HR
THF
DMSO
DMF
UFC
CR

18

Humidité Relative
Tétrahydrofurane
Diméthylsulfoxyde
Diméthylformamide
Unité Formant Colonies
Croissance radiale

INTRODUCTION

19

La recherche de substances naturelles bioactives issues du règne végétal, mais aussi
l'étude de plantes possédant des propriétés potentiellement valorisables dans les domaines
cosmétique et alimentaire sont, avec le développement de biocarburants et polymères issus de
la biomasse, parmi les thèmes-phares des projets de recherche actuels dans le monde.
L'intérêt du Laboratoire pour l'étude des polymères phénoliques naturels, comme la
lignine, et de monomères phénoliques date de nombreuses années. Ainsi, notre laboratoire
s'est intéressé à la curcumine et à ses dérivés (Thèse, Agus Sundaryono, 2001). La curcumine
naturelle, isolée des rhizomes de Curcuma longa L. est un mélange de curcumine (constituant
majoritaire) de déméthoxycurcumine et de bis-déméthoxycurcumine (voir schéma).
Structurellement, la curcumine fait partie des 1,3-dicétones naturelles de la série des
diarylheptanoïdes dans lesquelles les groupes carbonyle sont directement liés à des doubles
liaisons carbone-carbone.
O

O

R1

R2

HO

OH

R1 = R2 = OCH3
R1 = OCH3 R2 = H
R1 = R2 = H

Curcumine
Déméthoxycurcumine
Bis-déméthoxycurcumine

Le curcuma est l'une des épices utilisées dans la cuisine asiatique et indienne. Il sert
également de colorant naturel. La curcumine présente une activité pharmacologique
remarquable : c'est un puissant agent anti-inflammatoire sans effet toxique ; il exerce une
activité antiprotéase inhibant l'action du HIV ainsi qu'une activité anticancéreuse. La
principale action de la curcumine est sa capacité à inhiber la formation d'espèces oxygénées
actives comme les radicaux hydroxyle et l'anion superoxyde.
La curcumine et plusieurs de ses dérivés ont été étudiés au Laboratoire comme
photoprotecteurs des fibres lignocellulosiques. Dans cet objectif, la photochimie de la
curcumine, de la diméthylcurcumine (groupes phénol O-méthylés) et de la curcumine non
substituée sur les noyaux benzéniques a été examinée. La similitude des réactions
photochimiques indique un rôle mineur des groupes phénol, mais montre plutôt la formation
d'unités flavanone par photocyclisation, ce qui constitue un exemple unique de conversion
photochimique de diarylheptanoïdes en flavonoïdes, une autre classe importante de produits
naturels.
Les tétrahydrocurcuminoïdes (THCs), généralement incolores, sont obtenus par
hydrogénation des deux doubles liaisons de la chaîne. Les THCs sont potentiellement très
21

intéressants pour des applications comme antioxydants dans des produits alimentaires
incolores et en cosmétique pour remplacer les antioxydants synthétiques, qui tendent à être
prohibés. Les THCs apparaissent comme les principaux métabolites actifs quand des
curcuminoïdes sont administrés à des souris par voie intrapéritonéale. Plusieurs études
indépendantes attribuent des propriétés antioxydantes aux THCs. L'activité antiradicalaire des
curcuminoïdes et des THCs pourraient être dues à la fois à la présence des groupes
phénoliques ou à celle des hydrogènes du groupe céto-énolique, impliquant les hydrogènes
méthyléniques du système β-dicétonique. Si le rôle majeur des groupes phénoliques apparaît
établi pour les curcuminoïdes, la question reste d'actualité pour les THCs.

Le sujet de la thèse s'inscrit dans le cadre d'une étude des propriétés antioxydantes des
THCs avec une application potentielle dans les domaines agroalimentaire et cosmétique. Dans
le premier chapitre, nous présentons une mise au point bibliographique décrivant les notions
essentielles à la compréhension de notre travail. Le deuxième chapitre traite des propriétés
antioxydantes et photochimiques des THCs. Le troisième chapitre concerne des applications
éventuelles dans les domaines cosmétique et agroalimentaire: élaboration de films à propriétés
antioxydantes et antibactériennes; action des THCs sur des mycotoxines présentes dans des
produits céréaliers. Le dernier chapitre est consacré aux procédures expérimentales utilisées.

22

CHAPITRE I

MISE AU POINT BIBLIOGRAPHIQUE

23

A.

Les tétrahydrocurcuminoïdes :

Les tétrahydrocurcuminoïdes (THCs) sont des dérivés incolores préparés à partir des
curcuminoïdes naturels, composés phénoliques extraits de Curcuma longa L, plante
médicinale et officinale cultivée en Asie du Sud Est, qui possède un rhizome rond (figure I-1)
(Scartezzini et al., 2000).

Figure I-1 : Photos du Curcuma longa L et de son rhizome (www.curcuminoids.com)
Les rhizomes séchés et broyés constituent un ingrédient essentiel dans la préparation du curry
(Tonnesen, 1986). La poudre est utilisée comme colorant en cosmétique, pharmacie et textile
et possède des applications en médecine traditionnelle (Scartezzini et al., 2000 ; Amonn et al.,
1991). Les rhizomes et la poudre qui en est extraite sont produits commercialement en grande
quantité (production en Inde : 530 000 tonnes en 2003 ; www.indianspices.com). La
substance jaune extraite des rhizomes, connue en Europe sous le nom de "safran indien", est
constituée principalement de trois curcuminoïdes qui appartiennent à la famille des diarylheptanoïdes (Tonnesen et al., 1983 ; 1985). La curcumine (C1), 1,7-bis(4-hydroxy-3méthoxyphényl)-1,6-heptadiène-3,5-dione,

la

déméthoxycurcumine

(C2)

et

la

déméthoxycurcumine (C3), de structure voisine, comme le montre la figure I-2.
O

O

OMe

MeO

Curcumine (C1) ≅ 85%

OH

HO

O

O

MeO

Déméthoxycurcumine (C2) ≅ 7,5 %

OH

HO
O

Bis-déméthoxycurcumine (C3) ≅ 7,5 %

O

HO

Figure I-2 : Les curcuminoïdes naturels isolés de Curcuma longa L.

25

OH

bis-

Les tétrahydrocurcuminoïdes (THCs) peuvent être présents parmi les différents composés
chimiques extraits des rhizomes de Curcuma longa L (Govindarajan, 1980 ; Aggarwal et al.,
2007) ou peuvent être formés par une simple hydrogénation des curcuminoïdes. Les THCs ont
été évoqués comme étant les derniers métabolites in vivo des curcuminoïdes (Osawa et al.,
1995 ; Pan et al., 1999 ; Annan et al., 2007).
Plusieurs études ont montré que les curcuminoïdes et les tétrahydrocurcuminoïdes sont des
antioxydants naturels plus efficaces que les antioxydants synthétiques couramment utilisés,
comme le BHT (2,6-ditert-butyl-4-méthylphénol) pour des applications en cosmétique,
médecine ou comme additifs alimentaires (Osawa et al., 1995 ; Sugiyama et al., 1996 ;
Nakamura et al., 1998).

1. Les curcuminoïdes

1.1.

Stabilité :
1.1.1.

En solution aqueuse

La curcumine, peu soluble dans l'eau acidulée, est soluble mais instable en solution alcaline.
La solution passe du marron au jaune clair. Les mécanismes de dégradation en milieu alcalin,
étudiés par Arrieta et al. (1988), Tonnesen et al. (1985) et Balasubramanian (1991), sont
résumés dans la figure I-3.
O O
MeO

OMe

HO

curcumine

OH
OH-

MeO

O O

OMe

-O

O- O

MeO

OH

OMe

O

OH

OHO- O
MeO

OMe
O-

O

O

O

Féruloylméthane

MeO

OMe

HO

+

HO

Acide férulique

OH
OH-

Vanilline

H3CO

O

CHO

+

Acétone

HO

Figure I-3 : Dégradation de la curcumine en milieu alcalin (Tonnesen et al., 1985)
26

Les valeurs des différents pKa collectées dans la littérature sont réunies dans le tableau n°I-1.

Tableau I-1 : Valeurs des pKa de la curcumine données dans la littérature:
Solvant
Dioxane/eau 75% (v/v)
Ethanol/eau 50% (v/v)
Méthanol/eau 50% (v/v)
Tampon aqueux

Phénol 1
10,82
8,89
9,30
8,55

Phénol 2
11,60
9,76
10,69
9,05

Enol
13,44
12,28
8,54
7,80

Références
Dietze et al., 1997
Dietze et al., 1997
Borsari et al., 2002
Tonnesen et al., 1985

L’attribution des pKa est assez controversée. En fonction du solvant, la première
déprotonation peut se localiser soit sur l’énol (Tonnesen, 1985 ; Borsari et al., 2002) soit sur
une des fonctions phénol (Dietze et al., 1997).
En comparaison avec le composé neutre, l'anion phénolate de la curcumine montre une forte
résonance entre structures benzénoïde et quinonoïde. D'après Balasubramanian (1991), l'anion
tend vers une structure de type quinonoïde (figure I-4) :
O-

O

O

-O

Structure de type anion quinonoïde

Structure de type anion phénolate

Figure I-4 : Structure de type anion quinonoïde

1.1.2.

Stabilité photochimique

Lorsque la curcumine est exposée à la lumière UV-visible, elle se décompose tant en solution
qu'à l'état solide. La dégradation photochimique de la curcumine dans une solution
d'isopropanol réalisée à une longueur d'onde supérieure à 400 nm, conduit à un produit
principal de cyclisation, formé par l’élimination de deux hydrogènes, et à plusieurs produits
mineurs dont la vanilline, le 4-vinylgaïacol, l’aldéhyde férulique, l’acide vanillique et l’acide
férulique (Tonnesen et al., 1986). La perte de couleur ne serait pas due uniquement à
l'oxygène singulet mais également à d'autres mécanismes indépendants de l'oxygène. La
réaction est sensible au solvant et à la longueur d'onde.
Plus récemment, Sundaryono et al. (2003) ont étudié la photochimie d’un curcuminoïde non
phénolique. Ils ont isolé puis analysé les photoproduits, comme le montre la figure I-5.

27

O

OH

OH

2'-hydroxy-5',6'benzochalcone

O
CHO

Benzaldéhyde
CHO

+

CHO

Cinnamaldéhyde (Z/E)
O
O

H HH

Flavanone

Figure I-5 : Dégradation photochimique de la 1,7-diphényl-1,6-heptadiène-3,5-dione
(Sundaryono et al., 2003)
1.2.

Propriétés
1.2.1.

Colorant

Le rhizome de Curcuma longa L. a été reconnu comme non toxique pour une utilisation en
tant qu'épice, assaisonnement et arôme (Tonnesen et al., 1986 ; Badmaev et al., 2000).
L'encapsulation de la curcumine sèche avec des mélanges alimentaires secs dans un
revêtement soluble dans l'eau permet d'opérer indépendamment du pH (par exemple, en
combinant physiquement la curcumine avec un acide). Ce produit est alors convenable pour
colorer des puddings ou des sauces instantanées (Leshik, 1981).

1.2.2.

Anti-inflammatoire

En médecine traditionnelle, la curcumine peut être utilisée pour le traitement des otites
chroniques, contre des manifestations allergiques (Badmaev et al., 2000), contre des
manifestations inflammatoires (Anto et al., 1998), ou encore en tant que cicatrisant. Le sel de
sodium de la curcumine est encore plus efficace comme anti-inflammatoire (Nurfina et al.,
1997).
Parmi les trois composés issus de la plante, la déméthoxycurcumine paraît être le composé le
plus actif (Ali et al., 1995).
La curcumine et ses dérivés possèdent bien d'autres activités biologiques, comme
antioxydante (Majeed et al., 1999 ; Naito et al., 2002 ; Ligeret et al., 2004), antihépatotoxique

28

(Scartezzini et al., 2000 ; Mesa et al., 2000), cytotoxique et antirhumatismale (Scartezzini et
al., 2000 ; Mesa et al., 2000), anti-allergique (Suzuki et al., 2005).

1.2.3.

Anti-cancérigène et inhibiteur HIV

La curcumine semblerait assurer une activité chimio-protectrice vis-à-vis du cancer (Leu et
Maa, 2002), particulièrement celui du colon. Elle doit cependant être administrée à une
concentration élevée pour la réduction des tumeurs, plusieurs centaines de mg par kg de
masse corporelle (Man Yin Chan et al., 1998 ; Krishnankutty et al., 2003 ; Anto et al., 1996,
Aggarwal et al., 2005 ; Maheshwari et al., 2006).
Plusieurs autres activités pharmacologiques ont été décrites :
-

Inhibition de l'interleukine 12 (Parveen et al., 2000)

-

Inhibition des protéases des virus HIV-1 et HIV-2 (Sui et al., 1993 ; Asente-Appiah et
al., 1997).

-

Inhibition de l’oxyde d'azote (NO) pour le traitement du syndrome d'Oketsu :
syndrome de stagnation du sang avec détérioration des molécules d'hémoglobine
souvent accompagné de désordres cérébro-vasculaires (Sasaki et al., 2003).

Récemment, la curcumine apparaît aussi comme un traitement prometteur pour lutter contre la
mucoviscidose (Egan et al., 2004) ou encore la maladie d'Alzheimer (Ringman et al., 2005,
Fiala et al., 2007).

1.3.

Synthèse et caractéristiques structurales

1.3.1.

Synthèse

La curcumine naturelle n'est pas un produit commercial car son isolement à partir de la plante
Curcuma longa L. est un procédé coûteux et difficile à mettre en œuvre. En réalité, le produit
dénommé "curcumine" vendu sur le marché est un mélange des trois curcuminoïdes naturels
(C1), (C2) et (C3) (figure I-2). Cependant, la curcumine (C1) peut être obtenue pure par
synthèse. La première synthèse historique a été effectuée par Lampe (1918). Puis des Italiens
l’ont réalisée par chauffage d'un mélange de vanilline, d'acétylacétone et d'anhydride borique
(rapport : 2/1/2) (Pavollini et al., 1950). Ce procédé a été considérablement amélioré
ultérieurement par Pabon (1964) (figure I-6) puis plus récemment par Krackov et Bellis
(1997).
29

+

HO

OH

MeO
B2O3
O

O

H2BO3-

B

O

pentane-2,4-dione

O

O O

vanilline

O

H2BO3-

O O
MeO

OMe

HO

complexe acétylacétone/bore

OMe

B

n-BuNH2

O

+

OH

complexe curcumine/bore
HCl

O

OH

MeO

curcumine (1)

OMe

HO

OH

Figure I-6 : Synthèse de la curcumine décrite par Pabon (1964)

Trois étapes principales caractérisent cette synthèse :
(1) Protection du groupe méthylène par réaction entre l'acétylacétone et l'anhydride
borique conduisant à un complexe acétylacétone/bore.
(2) Réaction du groupe méthyle terminal sur le carbonyle de la vanilline pour donner un
complexe curcumine/bore.
(3) Décomposition du complexe précédent par hydrolyse acide conduisant à la curcumine.
On a observé (Krackov et al., 1997) que l'emploi d'acide était préférable à celui d'une
base étant donnée l'instabilité de la curcumine en milieu basique.
La synthèse des curcuminoïdes symétriques est identique à celle décrite précédemment pour
la curcumine, mais la vanilline est remplacée par l'aldéhyde correspondant (Ar-CHO). La
structure générale des curcuminoïdes est donnée dans la figure I-7.
O

OH

R1

R1

R2

R2
R3

R3

Ar

Ar

Figure I-7 : Structure générale des curcuminoïdes
La méthode générale de synthèse des curcuminoïdes dissymétriques (Krackov et al., 1997) est
décrite dans la figure I-8. La réaction est réalisée en 2 étapes : dans un solvant polaire et
aprotique, on fait réagir B2O3 avec la pentane-2,4-dione afin d'obtenir le complexe énolique.
L’aldéhyde aromatique Ar1CHO est condensé dans un rapport stoechiométrique 1/1, en
présence d'un catalyseur (amine primaire ou secondaire) de façon à réaliser une condensation

30

aldolique de l'aldéhyde avec un seul des carbones terminaux en alpha de l'énol de la dicétone
complexée (réaction de Knoevenagel). L’hydrolyse acide permet d’isoler la dicétone
intermédiaire. Dans une seconde étape, l’aldéhyde Ar2CHO est condensé au complexe
borique de la dicétone précédente. L’hydrolyse acide permet de récupérer le curcuminoïde
dissymétrique attendu. Il reste finalement à purifier le produit obtenu pour l'isoler.
+
Ar1

(1)
O

B2O3
O

O

O
O

pentane-2,4-dione

Ar1CHO

H2BO3-

B

O

HCl

H2BO3-

B

n-BuNH2

O

+

CH3
O O

O

H3C

Ar1

O O

(n-BuO)3B

H3C

Ar1

complexe acétylacétone/bore

H3C

(2)
O

+

Ar2

O O

O

H3C

Ar1

B2O3
Ar1
Ar1

(n-BuO)3B

CH3

HCl

B
n-BuNH2

O O

+

O O

Ar2CHO
H2BO3-

B

Ar1

O
Ar1

OH
Ar2

O O
Ar1

Ar2

H2BO3-

curcuminoïde

complexe curcuminoïde/bore

Figure I-8 : Synthèse générale des curcuminoïdes dissymétriques

1.3.2.

Caractéristiques structurales

1.3.2.1.

UV-visible

Le spectre UV-visible d'une solution de curcumine dans l'alcool éthylique montre une
absorption forte de 320 à 500 nm (figure I-9). En présence de base, cette bande est déplacée
jusqu’à 640 nm (Tonnesen, 1986 ; Balasbramanian, 1991).
Dans le méthanol, le coefficient d'absorption molaire (ε) est égal à 4,8.104 L.mol-1.cm-1 pour
λmax = 428 nm. Les variations de λmax et ε sont dues à l’aptitude de la curcumine à former des
liaisons hydrogène inter- ou intra-moléculaires, en fonction du solvant (Bong, 2000).

absorbance

0,5
0,4
0,3
0,2
0,1
0
200

300

400

500

600

longueur d'onde (nm )

Figure I-9 : Spectre UV-visible de la curcumine C1
31

1.3.2.2.

RMN

L'étude par Nurfina et al. (1997) des curcuminoïdes (C1), (C2) et (C3) montre que ces
composés existent majoritairement sous forme énolique dans le chloroforme deutérié :
O

a
R1
b
HO

OH

c

e
d

O

g

O

R2

R1

R2

OH

HO

OH

f

Figure I-10 : Equilibre céto-énolique
Les valeurs des constantes de couplage (Jab et Jfg) sont caractéristiques de doubles liaisons
"trans" : J = 13 Hz dans CDCl3 (Ali et al., 1995) et J = 16 Hz dans CD3OD (Tonnesen, 1986).

2. Les tétrahydrocurcuminoïdes

2.1.

Rapport entre curcuminoïdes et tétrahydrocurcuminoïdes

Les tétrahydrocurcuminoïdes sont des dérivés hydrogénés des curcuminoïdes et ils sont
connus comme composés antioxydants efficaces (Mimura et al., 1993, Osawa et al., 1995 ;
Sugiyama et al., 1996).
Les propriétés antioxydantes des tétrahydrocurcuminoïdes supérieures à celles de leurs
homologues non hydrogénés, associées à leur caractère incolore rend ces molécules
intéressantes pour leur utilisation en agro-alimentaire ou cosmétique (Nakamura et al., 1998).
Pan et al. (1999) ont étudié les propriétés pharmacocinétiques de la curcumine sur la souris
pour clarifier la nature des métabolites de cette molécule. Ils ont ainsi pu suggérer les
structures chimiques des métabolites issus de la transformation de la curcumine, par analyse
par spectrométrie de masse. La curcumine subit une première transformation biologique en
dihydrocurcumine puis une seconde conduisant à la tétrahydrocurcumine. Ces composés sont
alors partiellement convertis en monoglucuronides conjugués, comme le montre la figure I11.

32

O

OH

MeO

OMe

HO

OH

curcumine

UDP-glucuronate
UDP-glucuronosyl transférase
UDP

réductase

ß-glucuronidase

O

OH

MeO
O

OH

MeO
HO

O
COOO
H
OH H
H
OH
H
OH

OMe
OH

dihydrocurcumine

OMe
OH
curcumine-glucuronoside

réductase

UDP-glucuronosyl transférase

réductase

O
O

OH

MeO
HO

OMe

tétrahydrocurcumine

O
COOO
H
OH H
H
OH
H
OH

OH

réductase

O

OMe
OH
dihydrocurcumine-glucuronoside

réductase

UDP-glucuronosyl transférase
ß-glucuronidase

OH

MeO

O

OH

MeO

OMe

HO

OH

MeO

ß-glucuronidase

O
COOO
H
OH H
H
OH
H
OH

OH
hexahydrocurcumine

OMe
OH
tétrahydrocurcumine-glucuronoside

réductase

UDP-glucuronosyl transférase
O

OH

MeO

ß-glucuronidase

O
COOO
H
OH H
H
OH
H
OH

OMe
OH
hexahydrocurcumine-glucuronoside

Figure I-11 : Métabolites proposés pour la biotransformation de la curcumine chez la souris
(Pan et al., 1999)

Le comportement in vivo d’un composé bioactif dépend principalement de sa stabilité à pH
physiologique. Pan (1999) a étudié comparativement les comportements de la curcumine et de
la tétrahydrocurcumine (ou THC1) à différents pH : ses résultats suggèrent que la curcumineglucuronoside,

la

dihydrocurcumine,

la

THC1-glucuronoside

ainsi

que

la

tétrahydrocurcumine (THC1) sont les métabolites essentiels de la curcumine in vivo chez la

33

souris. Contrairement à la curcumine, la THC1 reste stable quel que soit le pH et en
particulier à pH physiologique (pH = 7,2 ; figure I-12).

% restant

100
80
60
40
20
0
0

50

100

150

200

250

Temps (min)

THC1

C1

Figure I-12 : Stabilité de la curcumine, C1 et de la tétrahydrocurcumine, THC1 à pH = 7,2
(Pan et al., 1999)

2.2.

Propriétés

2.2.1.

Antioxydant

Les radicaux libres sont impliqués, en tant que médiateurs, dans la progression de nombreuses
maladies chroniques et dans le vieillissement des cellules en général. Les radicaux sont des
espèces réactives vis-à-vis des constituants organiques et des structures cellulaires.
Venkateswarlu et al. (2002) ont comparé le pouvoir antioxydant de C1, C2 et C3 avec leurs
dérivés hydrogénés, THC1, THC2 et THC3 et ainsi mis en évidence que THC1 est la
molécule la plus antioxydante. Somparn et al. (2007) ont étudié la capacité antioxydante des
trois curcuminoïdes naturels et de leurs métabolites, la tétrahydrocurcumine THC1,
l’hexahydrocurcumine HHC et l’octahydrocurcumine OHC. THC1 s’est encore révélé être le
composé le plus efficace contre l’oxydation.
Plusieurs

études

menées

par

la

société

Sabinsa

(curcuminoids.com et

tetrahydrocurcuminoids.com) ont montré que les curcuminoïdes et leurs dérivés, les
tétrahydrocurcuminoïdes

(THC)

sont

de

meilleurs

antioxydants

que

le

BHT

(butylhydroxytoluène). Les THC sont classés comme bioprotecteurs. Ils agissent à deux
niveaux sur les radicaux libres : sur la phase d’initiation en piégeant les amorceurs
radicalaires et sur la phase de propagation des réactions radicalaires en offrant d’autres
possibilités de réactions aux intermédiaires radicalaires.

34

Il a été montré que THC1 était un inhibiteur plus efficace que la vitamine E contre
l’oxydation des lipides (Majeed et al., 2000). Nakamura (1998) a mis en évidence que THC1
était un piégeur très efficace de l’anion superoxyde O2-, impliqué dans de nombreuses
réactions d’oxydation biologiques.

2.2.2.

Propriétés pharmacologiques

2.2.2.1.

Action anti-inflammatoire (Mukhopadhyay et al., 1982)

La curcumine (C1), la tétrahydrocurcumine (THC1) ainsi que trois autres composés (le sel de
sodium/curcumine, NaC1 ; la phénylbutazone, PB et la triéthylcurcumine, TEC1) ont été
examinés afin de déterminer leur potentiel anti-inflammatoire (méthode de l’œdème sur la
patte de rat).
La quantité de molécules ayant un effet pharmacologique sur la moitié de la population testée,
ED50 ("effective dose 50 %"), correspond à une réponse de 50 % du système biologique
soumis à une dose minimale de ces molécules. Chaque molécule est testée à différentes doses.
La réponse du système biologique, c’est-à-dire le volume de l’œdème, est comparée à un
témoin n’ayant absorbé aucune molécule. Les résultats obtenus pour THC1 sont illustrés sur
la figure I-13.

% de protection

60
50
40
30
20
10
0
0

5

10

15

20

25

30

35

dose (mg/kg)

Figure I-13 : Détermination de la "dose effective 50 %" (ED50) de la tétrahydrocurcumine,
THC1 (Mukhopadhyay et al., 1982)

Les valeurs ED50 pour l’activité anti-inflammatoire de ces molécules sont schématisées sur la
figure I-14.

35

ED50 (mg.kg-1)

60
50
40
30
20
10
0
C1

NaC1

THC1

PB

Figure I-14 : Valeur ED50 pour la curcumine C1, la tétrahydrocurcumine THC1, le sel de
sodium/curcumine NaC1 et la phénylbutazone PB (Mukhopadhyay et al., 1982)
Les analogues de la curcumine à faible dose diminuent l’inflammation ; cet effet est inversé à
plus forte dose. Ces molécules montrent à la fois un effet anti-inflammatoire (protecteur) et un
effet irritant favorisant l’inflammation. L’effet anti-inflammatoire décroît dans l’ordre
suivant : NaC1 > THC1 > C1 > PB > TEC1

2.2.2.2.

Effet antioxydant

Osawa et al. (1995) ont étudié et comparé l’activité antioxydante des trois curcuminoïdes
naturels issus du curcuma que sont la curcumine C1, la déméthoxycurcumine C2 et la bisdéméthoxycurcumine C3 et de leurs dérivés hydrogénés THC1, THC2, THC3, in vitro en
utilisant l’acide linoléique dans un système éthanol / eau, comme substrat modèle ainsi que
des membranes d’érythrocytes de lapins et rats vivants. La tétrahydrocurcumine THC1 s’est
avérée avoir la plus forte activité antioxydante parmi les 6 molécules testées, dans chaque
système. Les auteurs en ont conclu que ces résultats suggéraient que THC1 joue un rôle
important dans le mécanisme antioxydant in vivo. Ces résultats ont été confirmés par des

% d'inhibition du DPPH

travaux menés par la société Sabinsa, par la méthode du radical DPPH° (figure I-15).
100
80
60
40
20
0
10

20
30
40
Concentration (µg/mL)

C3

C1

50

THC1

Figure I-15 : Activité antioxydante de la curcumine C1, de la bisdéméthoxycurcumine C3 et
de la tétrahydrocurcumine THC1 (www.tetrahydrocurcuminoids.com)

36

2.2.2.3.

Toxicité

La dose létale 50 (LD50) est un indicateur quantitatif de la toxicité d’une substance qui mesure
la dose nécessaire pour tuer 50 % de la population animale dans un lot. Elle s’exprime en mg
de matière active par kg d’animal.
La tétrahydrocurcumine THC1 est moins toxique que la curcumine C1 comme le révèlent les
valeurs comparées chez le rat (tetrahydrocurcuminoids.com et curcuminoids.com) :
THC1 : LD50 = 5000 mg/kg et C1 : LD50 = 2000 mg/kg
2.2.2.4.

Effet contre le cancer du colon

Kim et al. (1998) ont comparé les effets chimio-préventifs de la curcumine C1, de la
tétrahydrocurcumine THC1 et de trois autres molécules, le lycopène, la fucoxanthine et la
lutéine (figure I-16) chez la souris, par quantification de la prolifération des cellules non
saines ou de foyers anormaux. Le dichlorure de la 1,2-diméthylhydrazine (DMP), qui est un
initiateur du développement du cancer du colon a été utilisé pour étudier l’effet de ces
molécules.

Lycopène (Ly)
OH

HO

Lutéine (Lu)

O
O

HO

HO

Fucoxanthine (F)

O

OCOCH3

OH

H3CO

O
OCH3

HO

OH

H3CO

OH

OCH3

HO

Curcumine C1

OH
Tétrahydrocurcumine THC1

Figure I-16 : Molécules testées pour leurs effets chimiopréventifs (Kim et al., 1998)

Les résultats obtenus pour chaque molécule testée sont résumés sur la figure I-17.

37

Nombre de cellules anormales

70
60
50
40
30
20
10
0
témoin

Ly
F
Lu
(0,005 %) (0,01 %) (0,05 %)

C1
(0,5%)

THC1
(0,5 %)

THC1
(0,2 %)

Figure I-17 : Evaluation de l’activité anti-cancérigène (Kim et al., 1998)

La tétrahydrocurcumine THC1 s’est révélée plus active que la curcumine C1, en termes
d’inhibition de cellules anormales (stade d’initiation) ainsi qu’au niveau de la prolifération de
ces cellules (stade de propagation), pour le cancer du colon.
D’autres travaux sur la souris ont confirmé l’effet anti-cancérigène de THC1 (Okada et al.,
2001). Cette observation combinée à la structure de la molécule THC1 suggère que cette
dernière paraît être particulièrement adaptée pour une application en tant qu’agent chimiopréventif in vivo.

2.2.3.

Application en cosmétique

Certains additifs sont utilisés pour assurer la conservation et la qualité des cosmétiques tout en
évitant l’oxydation et le développement de bactéries et moisissures. De plus, les additifs
améliorent la présentation, l’aspect, la texture, l’odeur et la couleur des cosmétiques.
Aujourd’hui, l’industrie cosmétique tend à développer de nouveaux produits à haute
fonctionnalité et à utiliser des produits d’origine naturelle. La cosmétique a toujours emprunté
à la nature ses matières premières les plus diverses et les plus rares. Par exemple, un
antioxydant doit être efficace contre les radicaux libres à la surface de la peau. Les études
menées par Majeed (2000 ; 2002) ont mis en évidence la forte capacité qu’ont les
tétrahydrocurcuminoïdes (THCs) à piéger les radicaux libres. Les curcuminoïdes et les THCs
sont des antioxydants efficaces, en raison des fonctions para-hydroxyle des noyaux
benzéniques terminaux. Le pouvoir antioxydant de cette famille de molécules présente un très
grand intérêt en cosmétique dans la préparation de crèmes solaires ou "anti-âge". Elles offrent
une protection pour la peau contre les rayons UV (Majeed et al., 2000 ; Majeed, 2002). Elles
38

pourraient aussi agir au niveau de l’oxydation lipidique des différents composés de la crème
(Wattanakrai et al., 2007).

2.3.

Synthèse et caractéristiques structurales

2.3.1.

Synthèse

La synthèse de la tétrahydrocurcumine (THC1) a été réalisée par hydrogénation de la
curcumine sur oxyde de platine (Holder et al., 1978). Cependant, les meilleurs rendements ont
été obtenus avec le palladium sur charbon (Weber et al., 2005 ; Venkateswarlu et al., 2005)
mais d’autres catalyseurs ont aussi été testés (tableau I-2):
H2
Curcumine

tétrahydrocurcumine
Catalyseur

Tableau I-2 : Différents catalyseurs utilisés pour l’hydrogénation de la curcumine :
Catalyseur
Nickel de Raney

Rendement (%)
65
70
70
89
42
50
N.C

Pd / C

PtO2

Référence
Mimura et al., 1993
Venkateswarlu et al., 2000
Weber et al., 2005
Venkateswarlu et al., 2005
Sugiyama et al., 1996
Pan et al., 1999
Uehara et al., 1987

N.C : non communiqué

2.3.2.

Caractéristiques structurales

2.3.2.1.

UV-visible
O

OH

R1

R2

HO

OH

THC1 : R1 = R2 = OCH3
THC2 : R1 = H ; R2 = OCH3
THC3 : R1 = R2 = H

Les premières données spectrales UV-visible ont été étudiées par Sugiyama (1996). Les
résultats sont rassemblés dans le tableau I-3.

39

Tableau I-3 : Position et intensité de la 1ère bande d’absorption UV-visible de THC1, THC2,
THC3 :
Molécules

Solvant

λmax (nm)

ε (L.mol-1.cm-1)

Référence

THC1

Méthanol

THC2
THC3

Ethanol
Méthanol
Méthanol

281
281
282
280
279

14800
15100
17380
16218
14125

Venkateswarlu et al., 2000
Hoehle et al., 2006
Sugiyama et al., 1996
Venkateswarlu et al., 2000
Venkateswarlu et al., 2000

2.3.2.2.

IR

Les différentes bandes d’absorption infrarouge de THC1, THC2 et THC3 décrites dans la
littérature ont été réunies dans le tableau I-4 (Sugiyama et al., 1996 ; Venkateswarlu et al.,
2000).

Tableau I-4 : Données spectrales Infra-Rouge de THC1, THC2, THC3 :
THC1
3440
2930
1611
1271
1033
816

Bandes d’absorption (cm-1)
THC2
3398
2936
1613
1269
1033
823

groupes
THC3
3153
/
1602
1248
1039
826

υOH (liaison H)
élongation C-H (méthyle)
υCO (chélaté)
phénol
élongation C-O-C (méthoxyle)
/

Les bandes d’intensité moyenne entre 1600 et 1500 cm-1 proviennent de la vibration υC=C des
noyaux aromatiques. La bande à 1610 cm-1 est due à une vibration de type chélate du système
céto-énolique (pont hydrogène intramoléculaire). La vibration υOH des groupes phénoliques
contribue à l’absorption vers 3400 cm-1. La forte bande dans la région du spectre comprise
entre 1260 et 1000 cm-1 correspond aux vibrations d’élongation C-O des phénols. Ces
données sont en faveur d’une structure de type céto-énolique dans laquelle une liaison
fortement chélatée est impliquée dans un système cyclique :
H
O

O

MeO

OMe

HO

OH

40

2.3.2.3.

RMN

Des études ont montré que la tétrahydrocurcumine n’existe que sous forme énolique dans le
méthanol deutérié (Venkateswarlu et al., 2000) et le chloroforme deutérié (Pan et al., 1999).
Les données

1

H RMN des tétrahydrocurcuminoïdes THC1, THC2 et THC3 dans le

chloroforme deutérié sont rassemblées dans les tableaux I-5, I-6 et I-7, et les données

13

C

RMN de THC3 dans le tableau I-8.
O
R1

3'

1'

c
b

HO

OH

g

a

2'

1"

e
d

3"

R2

R1

3'

O

O

c

e

1'
b

6"

5'

5"

4"

OH

HO

g

a

2'

f

6'

4'

2"

d

1"
6"

5'

5"

Tétrahydrocurcumine : THC1 : R1 = R2 = OCH3
Déméthoxytétrahydrocurcumine : THC2 : R1 = OCH3 ; R2 = H
Bisdéméthoxytétrahydrocurcumine : THC3 : R1 = R2 = H

Figure I-18 : Numérotation des atomes des tétrahydrocurcuminoïdes
Tableau I-5 : Déplacements chimiques (δ ppm) des protons de THC1
(Solvant : CDCl3 ; Venkateswarlu et al., 2000)
H

δ (ppm)

a,b,f,g
-OCH3
d (dicétone)
d (énol)
6’, 6’’
2’, 2’’
5’, 5’’

2,6-3,0 (8H, m)
3,83 (6H, s)
3,49 (2H) (Sugiyama et al.., 1996)
5,4 (1H, s)
6,64 (2H, d, J=8Hz)
6,66 (2H, s)
6,81 (2H, d, J=8Hz)

Tableau I-6 : Déplacements chimiques (δ ppm) des protons de THC2
(Solvant : CDCl3 ; Venkateswarlu et al., 2000)
H

δ (ppm)

a, b, f, g
-OCH3
d
H aromatiques

2,5-2,9 (8H, m)
3,81 (3H, s)
5,4 (1H,s)
6,6-7,0 (7H, m)

Tableau I-7 : Déplacements chimiques (δ ppm) des protons de THC3 :
H
a, b, f, g
d
H aromatiques

δ (ppm), CDCl3
δ (ppm), CD3OD
(Venkasteswarlu et al., 2000) (Kamnaing et al., 2003)
2,52 (4H, t, J=7,5Hz)
2,84 (4H, t, J=7,5Hz)
5,36 (1H, s)
6,73 (4H, d, J=8,3Hz)
7,01 (4H, d, J=8,3Hz)

41

3"

R2

4"

OH

f

6'

4'

2"

2,71 (8H)
3,52 (1H)
6,68 (3’, 3’’, 5’, 5’’)
6,98 (2’, 2’’, 6’, 6’’)

Tableau I-8 : Déplacements chimiques (δ ppm) des 13C de THC3:
(Solvant : CD3OD ; Kamnaing et al., 2003)
Atome C
δ (ppm)
a
b
c
d
e
f
g
1’, 1’’
2’, 2’’
3’, 3’’
4’, 4’’
5’, 5’’
6’, 6’’
-OCH3

29,7
46,4
206,5
57,4
206,5
46,4
29,7
133,0
130,4
116,3
156,7
116,3
130,4
/

Aucune des études précédemment citées n’a décrit le spectre

13

C RMN de la

tétrahydrocurcumine THC1.

2.3.2.4.

Spectrométrie de masse (SM)

Le premier spectre de masse de la tétrahydrocurcumine THC1 a été réalisé par Holder avec
une source à ionisation chimique (1978). Par la suite, Athamaprasangsa (1994) a étudié le
spectre de masse d’un tétrahydrocurcuminoïde sans substituant sur les cycles terminaux. Plus
récemment, Kamnaing (2003) a obtenu le spectre de THC3 par électro-ionisation (EI). Le
mode de fragmentation en SM de THC1 est discuté dans le chapitre II.

2.3.2.5.

Structure cristalline (RX) :

La structure cristalline de la tétrahydrocurcumine THC1 n’a été établie qu’en 2004 par Girija
et al. ; THC1 n’existe à l’état solide que sous forme énolique, et non dicétonique. Il existe une
forte liaison hydrogène O3-H- - -O5 et O5-H- - -O3. La partie céto-énolique C3-C5/O3/O5 est
plane. L’atome d’hydrogène est autant lié à O3 qu’à O5. Ceci est résumé dans la figure I-19.
Ce résultat est à rapprocher de la structure RX de la curcumine C1 déterminée récemment par
Parimita et al. (2008), confirmant la structure plane de la partie céto-énolique C3-C5/O3/O5.

42

Figure I-19 : Structure cristalline de THC1 : (Girija et al., 2004)

43

B.

Caractérisation des propriétés antioxydantes

1. L’oxydation en agro-alimentaire

L’un des principaux problèmes de l’industrie agro-alimentaire est d’assurer la conservation
des aliments. Les phénomènes d’oxydation sont notamment redoutés. En effet, au niveau des
lipides, les dégradations oxydantes conduisent à une perte en vitamines, une diminution de la
valeur nutritionnelle (acides gras essentiels), une détérioration du goût (composés volatils à
flaveur caractéristique, rancissement) et même parfois à l’apparition de substances toxiques
(Pascal, 1979).
La dégradation des composés organiques sous l’action de l’oxygène de l’air est un processus
d’oxydation important. Dans le cas des huiles et graisses, l’oxydation se déclenche au niveau
des doubles liaisons des composés lipidiques (Pascal, 1979 ; Fiess, 1996).
On distingue deux types de rancissement :
-

Le rancissement hydrolytique qui est un phénomène enzymatique. Les acides gras
éthyléniques sont attaqués au niveau des doubles liaisons carbonées par les lipooxydases contenues dans les graisses végétales, entraînant tout d’abord une production
de peroxydes (Rahmani, 2007).

-

Le rancissement oxydant : l’altération contre laquelle on doit le plus lutter correspond
au rancissement par peroxydation (dit aussi aldéhydique). Il s’agit d’une réaction autocatalytique démarrant sous l’action de facteurs extérieurs tels que la lumière (et plus
particulièrement les rayons ultraviolets) ou la température (la chaleur accélère
fortement l’oxydation). Une fois déclenchée, la réaction s’auto-entretient (Ecole,
1985 ; Pascal, 1979 ; Buford Coulter, 1988).

La première étude sur l’oxydation des oléfines a été abordée vers 1949 par Bolland, puis
Bateman (1954). Deux mécanismes sont possibles pour définir les réactions non
enzymatiques entre l’oxygène et les acides gras insaturés. Il s’agit de l’auto-oxydation et de
l’oxydation photosensibilisée qui nécessite l’intervention d’un photo-initiateur qui est souvent
une molécule biologique (figure I-20).

44

Propagation

H

H

H

C

C

C

Initiation

H

H

.

C

C

C

chaleur,
lumière...

H

H

+ O2

.

RH

R

acide gras insaturé

radical libre
sensible à l'O2

H

H

H

C

C

C

O

O

.

+ RH

H

H

H

C

C

C

O

OH

.

ROO
radical peroxyde

+

R.

ROOH
radical hydroxyperoxyde
Terminaison

. .
. .
ROO + R
.
2 ROO
R+R

R

R

ROOR
ROOR + O2

Figure I-20 : Oxydation d’un acide gras insaturé

Le mécanisme de la réaction d’autoxydation comporte deux phases essentielles :
-

La phase d’initiation, qui s’effectue sous l’effet d’énergie (UV ou chaleur), par
l’arrachement d’un proton allylique avec formation d’un radical libre.

-

La phase de propagation, où le radical peroxyle (ROO°) va capter un proton sur une
seconde molécule d’acide gras pour conduire d’une part à un hydroxyperoxyle et
d’autre part à un radical libre qui va à son tour s’oxyder… (Namiki, 1990 ; Hudson,
1990 ; Kahl et al., 1986)

La phase de propagation est une étape de réaction en chaîne entre radicaux libres et molécules
d’acides gras insaturés. Les peroxydes sont des composés peu stables qui vont donner
naissance, par coupure, à des molécules plus petites (hydrocarbures, aldéhydes, cétones,
acides) responsables de la dégradation organoleptique. Ce processus d’oxydation prend fin
lors de l’étape de terminaison, qui est une étape de couplage entre deux radicaux libres
instables pour aboutir à des produits stables.
Pour supprimer ou ralentir l’oxydation des lipides, deux voies sont envisageables :
-

tenter de réduire les facteurs favorables à cette oxydation et/ou

-

trouver un réactif qui ralentisse l’oxydation ; c’est le rôle de l’antioxydant.

En fonction du moment où ils interviennent dans ce processus, les antioxydants peuvent être
classés en 3 groupes :
-

Antioxydant de rupture de chaîne : l’antioxydant agit par interruption de la réaction
radicalaire en chaîne. Cette catégorie regroupe la plupart des antioxydants (Sherwin,
1976 ; Chazan et al., 1987)

45

-

Antioxydant préventif : l’antioxydant piège l’initiateur de la réaction d’oxydation, un
radical libre ou l’oxygène singulet (Chazan et al., 1987 ; Niki, 1987 ; Clough et al.,
1979)

-

Antioxydants synergistes : ces substances peuvent agir en synergie avec les
antioxydants précédemment cités.

2. Les antioxydants

2.1.

Additifs alimentaires

Une directive communautaire du 21 décembre 1988 publiée au Journal Officiel le 11.02.1989
donne la définition d’un additif alimentaire :
"On entend par additif alimentaire toute substance habituellement non consommée comme
aliment en soi, habituellement non utilisée comme ingrédient caractéristique dans
l’alimentation, possédant ou non une valeur nutritive ; son adjonction intentionnelle aux
denrées alimentaires est faite dans un but technologique, au stade de leur fabrication,
transformation, préparation, traitement, conditionnement, transport ou entreposage : elle a
pour effet de devenir elle-même, ou ses dérivés, un composant des denrées alimentaires".
Les additifs alimentaires sont classés en catégories (tableau I-9) et doivent répondre à un
besoin, avoir un rôle d’amélioration sur la conservation, la stabilisation, aider à la fabrication,
l’emballage, le transport, ne présenter aucun danger pour la santé aux doses utilisées, être
soumis à des essais toxicologiques permanents, répondre à des critères de pureté
spécifiques…
Tableau I-9: Classification des additifs alimentaires (Denil et al., 2001) :

Nom

Numérotation
conventionnelle

Colorant

E 100

Conservateur

E 200

Anti-oxygène

E 300

Définition
Substance qui ajoute ou redonne de la
couleur aux aliments
Substance qui prolonge la durée de
conservation des denrées alimentaires
en les protégeant des altérations dues
aux micro-organismes
Substance qui prolonge la durée de
conservation des aliments en les
protégeant des altérations provoquées
par oxydation

46

Exemples
Curcumine (E 100)
Acide benzoïque et
dérivés (E210-E219)

Vitamine C (E 300)
Vitamine E (E 306)

2.2.

Antioxydants d’origine naturelle

2.2.1.

L’acide ascorbique et ses dérivés : (E300)

Il peut être d’origine naturelle (fruits et légumes) ou synthétisé. L’acide L-ascorbique
(vitamine C) et son dérivé le palmitate d’ascorbyle sont des antioxydants utilisés en synergie.
La vitamine C fut découverte en 1924 par Szent-Györgyi et sa synthèse fut réalisée en 1934, à
partir du glucose. Il possède un caractère acide et intervient dans les échanges
d’oxydoréduction grâce à sa fonction ène-diol, comme le montre la figure I-21. L’acide Lascorbique s’oxyde en acide déshydroascorbique, prévenant ainsi l’oxydation d’autres
substances moins réactives.
- 2e-

O

O

O

O

- 2 H+

HO

HO

HO

HO
HO

OH

O

O

Figure I-21: Oxydation de l’acide L-ascorbique

2.2.2.

Tocophérols :

Ces additifs sont apparentés à la vitamine E et sont contenus dans les lipides végétaux.
En 1936, en étudiant le rancissement des huiles stockées, Olcott et Mattil s’aperçurent que
celles-ci étaient protégées contre l’autoxydation, par ce qu’ils nomment des "inhibitols" et qui
sont des tocophérols. Les tocophérols sont des composés phénoliques de structure apparentée
à celle de l’α-tocophérol. On distingue l’α-tocophérol (E307), le γ-tocophérol (E308) et le δtocophérol (E309) (figure I-22).
CH3
HO
H3C
H 3C
CH3

HO
H 3C
H3C
CH3

H

H 3C

O
H 3C

H

H

H3C

CH3

H

O
H 3C

CH3

α-tocophérol
HO

CH3

H 3C

CH3
CH3

γ -tocophérol

H

H 3C

O
H 3C

CH3
CH3

δ -tocophérol

Figure I-22 : Formule des α, γ et δ-tocophérols

47

H

Ils existent dans différentes huiles végétales issues de l’olive, l’arachide, du maïs, du
tournesol, du soja ou encore de la sauge et du romarin (Cuvelier, 1990 ; Eddari, 1994 ; Fiess,
1994)

2.2.3.

Composés phénoliques extraits de végétaux :

Ces composés ne sont pas reconnus comme additifs car ils sont étiquetés comme « épices ».
Leur statut pourrait évoluer de par leurs propriétés antioxydantes. La première étude des
pouvoirs antioxydants des épices remonte à 1952-1955 (Chipault).
Les principaux végétaux riches en composés phénoliques sont répertoriés dans le tableau I-10.

Tableau I-10 : Quelques composés phénoliques à activité antioxydante dans les épices :

Végétaux

Composés
phénoliques présents

Muscade

Isoeugénol / Eugénol

Structures
OCH3

OCH3
OH

Gingembre

Gingérol / Shogaol /
Zingérone

OH

O

O

O OH
HO

HO

OCH3

HO

OCH3

OCH3

H3CO

Vanille

Vanilline

Curcuma

Curcumine

O
MeO
HO

2.3.

CHO

HO

OH
OMe
OH

Antioxydants synthétiques

L’anhydride sulfureux (ou dioxyde de soufre SO2) et ses combinaisons minérales ont été
utilisés comme premiers antioxydants des vins et des bières, mais ces composés possèdent un
caractère fortement allergisant (Just et al., 2005). On trouve aussi d’autres composés dont les
formules sont répertoriées dans le tableau I-11.

48

Tableau I-11 : Structures de quelques antioxydants synthétiques :

Noms

Structures
O

C

O

C3H7

le gallate de propyle (E310)
HO

OH
O

OH
C

O

C8H17

le gallate d’octyle (E311)
HO

OH
O

le gallate de dodécyle (E312)

OH
O

C

HO

C10H21
OH

OH

le butylhydroxyanisole ou BHA
(E320)
2 isomères

H3CO

OH

et

H3CO

OH

OH

le butylhydroxytoluène ou BHT
(E321)

L’utilisation du BHA et du BHT est actuellement remise en question en raison des risques
toxicologiques de ces deux composés.

2.4.

Mécanisme d’action

Le processus d’oxydation est de type radicalaire : les antioxydants vont intervenir
comme "capteurs" de radicaux libres. Les antioxydants de type phénolique réagissent selon un
mécanisme proposé dès 1976 par Sherwin : l’antioxydant cède formellement un radical
hydrogène, qui peut être un transfert d’électrons suivi, plus ou moins rapidement, par un
transfert de proton, pour donner un intermédiaire radical stabilisé de par ses structures
mésomères conjuguées (figure I-23).

O

OH

R

.

.

O

O

.
+

RH

+

.
Figure I-23 : Mécanisme d’action des antioxydants phénoliques (Sherwin, 1976)

49

3. Mesure de l’activité antioxydante

Il existe une multitude de tests pour la mesure de l’activité antioxydante d’un composé. Dans
un premier temps, nous allons les lister avant de comparer entre eux les tests qui sont les plus
couramment utilisés.

3.1.

Tests les moins fréquemment cités dans la littérature
3.1.1.

Le β-carotène comme indicateur d’oxydation

Le β-carotène (figure I-24) est un antioxydant lipophile qui protège les acides gras de
l’oxydation ; l’ajout d’un deuxième antioxydant va permettre sa préservation. L’absorbance
du β-carotène est mesurée à 470 nm avec et sans antioxydant (Goupy et al., 1999).
CH3

CH3

H3C

CH3

CH3

CH3
CH3

CH3

CH3

CH3

Figure I-24 : Structure du β-carotène

3.1.2.

Le test Rancimat

Ce test consiste à mesurer la dégradation d’un corps gras face à une autooxydation accélérée,
dans un appareil automatisé qui chauffe les solutions à 100°C avec un apport d’air constant de
20 L.h-1. Cet appareil détecte les composés volatils libérés, indiquant indirectement le degré
d’oxydation des huiles (Mendez et al., 1996).

3.1.3.

Dosage des TBARS

Ce test dose les TBARS, "thiobarbituric acid reactive substances". Il permet de quantifier la
peroxydation lipidique, dans le plasma, dans les aliments, en mesurant la libération du
malondialdéhyde, MDA (figure I-25), un des produits majeurs de dégradation des lipides
(Botsoglou et al, 1994).
O

Figure I-25 : Structure du malondialdéhyde MDA :

50

O




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