Rapport SSPA Escourrou Seurot Buonomo Hamaili 2013 .pdf



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Influences de stress hydriques de type manque
et excès en eau sur le sol et de l'inoculation par
Azospirillum lipoferum sur les paramètres
mécaniques et photosynthétiques du cultivar de
maïs Friedrixx ainsi que sur les activités
nitrifiantes et dénitrifiantes dans sa rhizosphère
Encadré par CZARNES Sonia
Dans le cadre du projet Azodure

BUONOMO Antoine
ESCOURROU Antoine
HAMAILI Assia
SEUROT Romain

Master 1 Écosciences-Microbiologie
Spécialité Phytoressources
Année Universitaire 2013-2014

Sommaire

Introduction ............................................................................ 1
Matériel et méthodes .............................................................. 3
1.! Etablissement des échantillons (TP1) ............................ 3
2.! Mesures physiologiques et physiques (TP2).................. 5
3.! Dosage des ions NO3 – par chromatographie ionique .. 9
4.! Mesure des cinétiques de nitrification et de
dénitrification (activités potentielles) ................................. 9
5.! Mesure de photosynthèse nette et de respiration ....... 11
6.! Analyse des données...................................................... 13
Résultats ................................................................................ 13!
Étude de l'effet de la lixiviation:....................................... 13!
Étude des effets de l'inoculation et de l'humidité: .......... 15
Discussion .............................................................................. 19
Références ............................................................................. 27!

Introduction
La préservation de l’environnement et la réponse à la demande croissante de
production agricole sont des enjeux majeurs de la société mondiale actuelle. Le changement
global du climat et de l’environnement ainsi que l’utilisation intensive des ressources
biologiques, continentales et marines, en raison du développement des sociétés humaines,
demande une adaptation des méthodes de culture ou des plants cultivés.
Aujourd’hui, un des défis pour la France est de réduire la pollution des eaux par le
nitrate d’origine agricole. C’est par exemple le but de la directive européenne 91/676CEE
suivie et appliquée par le ministère de l’Agriculture, de l’Agroalimentaire et de la Forêt. (1)
Un autre défi actuel pour la France est l’adaptation des cultures aux changements
climatiques et environnementaux. (2,3) Ainsi, le but du « plan national d’adaptation aux
changements climatiques » mis en place par le ministère de l’Ecologie, du développement
durable, des transports et du logement, vise à répondre à ce défi.
Azodure est un projet ayant pour but de développer une technologie d’inoculation de
semences de céréales par une bactérie nommée Azospirillum lipoferum, qui pratique avec
leurs racines une symbiose associative, le but étant qu’elle puisse être adoptée dans la
décennie à venir en tant que technologie alternative de culture réduisant les besoins en engrais
et la sensibilité des céréales aux accidents climatiques tout en étant respectueuse de
l’environnement. (4) Ce type de bactéries est qualifié de PGPR (Plant Growth-Promoting
Rhizobacteria), et présente un grand espoir pour la réponse des cultures aux stresses
abiotiques (5).
Ce cultivar est largement utilisé en France (sur plus de 45000 ha en 2009) et est
caractérisé par sa bonne rusticité. (6) A.lipoferum est un symbionte naturel des céréales, qui
stimule le développement de leurs racines, augmentant ainsi la performance des cultures. (7)
Dans le cadre de ce projet, nous testons par la présente étude les effets de l’humidité et
de l’inoculation du symbionte sur des plants de Zea mays appartenant au cultivar Friedrixx,
afin d’estimer leur impact sur la production végétale (mesures de paramètres mécaniques,
physiologiques et photosynthétiques) ainsi que sur les activités de deux communautés
bactériennes du sol: les nitrifiants et les dénitrifiants. D'autre part, dans une optique de
réduction des intrants azotés, nous étudierons l'influence de la lixiviation sur ces activités et
sur nos plantations.

1

Tab. 1 : Réalisation des humidités recherchées
Taux

Humidité

Quantité de sol

Apport d’eau

Masse de sol

d’humidité

initiale du sol

frais à humidité

initial (ml)*

finale à

voulue (%)

(%)

initiale + masse

humidité voulue

du pot (g)

(g)

16

7,8

323,53

22,63

346,16

28

16,7

348,09

31,19

379,28

45

18,3

352,51

73,69

426,2

*1g d'eau= 1ml= 1cm3 à 15°C car l’eau à une densité de 1

Fig.1 : Choix des modalités pour les facteurs d’étude et mesures réalisés 6 jours après
germination

2

Matériel et méthodes
1. Etablissement des échantillons (TP1)
Le cultivar de maïs Friedrixx étant celui qui répond le mieux à l’inoculation du symbiote
Azospirillum lipoferum est utilisé durant cette étude. 64 caryopses en ont été sélectionnés
artificiellement pour leur parenté et leur ressemblance, puis mis à germer selon des conditions
d’humidité (16%, 28% et 45% d’eau) et d’inoculation différentes. La moitié des caryopses de
maïs mis en pot présentaient une inoculation du symbiote Azospirillum lipoferum.
Les taux d’humidité ont été réalisés selon le tableau 1 (tab. 1).
L’arrosage est réalisé tous les jours vers 10h du matin avec les volumes d’eau nécessaires
pour ajuster à l’humidité voulue. L’humidité à 28% (H28) est ici considérée comme à la
CAPAC, traduisant la présence des eaux capillaire et hygroscopique, celle à 45% (H45)
traduit en plus la présence de l’eau de gravité et des conditions anaérobies dues au
remplissage par l’eau des pores du sol, et enfin celle à 16% (H16) traduit une humidité limite
en-dessous de laquelle la plante ne peut plus utiliser l’eau, cette dernière ayant à partir de 15%
d’humidité une plus forte affinité pour les particules du complexe argilo-humique que pour
les racines. (8)
Pour le taux d’humidité de 45%, on procède à deux traitements distincts. Dans le premier,
noté « 45% » l’eau qui percole est réutilisée pour l'arrosage suivant. Dans le second, noté
« 45% lix », cette eau n'est pas réutilisée, les nutriments entraînés sont donc perdus pour la
plante. Ce traitement simule les conditions de forte humidité en plein champ et donc le
phénomène de lixiviation.
16 réplicas pour chaque traitement d’humidité dont 8 présentant l’inoculum sont réalisés,
soit 64 pots de culture au total. Cela correspond à 8 traitements différents, tels que synthétisés
sur la figure 1 (fig.1).
Les semis ont été plantés 24h après le premier apport d'eau. La période de germination était
de six jours en serre avec pour conditions une photopériode de 16h sur ces 6j (conditions
optimales pour la croissance).

3

Fig.2 : Principe de l’électrode à O2

Fig.1bis : Choix des modalités pour les facteurs d’étude et mesures réalisées 11 jours après
germination
4

Dans une optique de cinétique de l’effet d’inoculation, les mêmes manipulations ont
parallèlement été effectuées avec 48 plantules âgées de 11 jours, dans les mêmes conditions
de sélection et de culture, soit 20 échantillons de moins qu’à 6 jours car la lixiviation n’est
plus simulée ici (Fig.1bis).

2. Mesures physiologiques et physiques (TP2)


Mesures physiologiques

Le 8/10 à 8h30, 6j après germination, les plantules ont été placées en obscurité totale dans
un phytotron afin de rendre leurs photosystèmes réceptifs par l'oxydation des accepteurs
d'électrons du PSII, ceci afin de mesurer les capacités intrinsèques du PSII non excité via une
mesure de la fluorescence des chlorophylles sur chacun des 80 échantillons. Ces mesures ont
été effectuées à l'aide d'un fluorimètre. Les valeurs F0 (niveau initial de la fluorescence), Fm
(fluorescence maximale au 1er flash), Fm' (fluorescence maximale au second flash), et Ft
(fluorescence transitoire) ont ainsi pu être obtenues. L'efficacité quantique des échantillons a
ensuite été établie grâce à la formule:
Qm = Ft/Fm, sachant Ft = Fm-F0
Ensuite, l'indice de teneur en chlorophylle a été mesuré grâce à un spectrophotomètre
portable (SPAD) donnant différentes valeurs d'indice chlorophyllien (IC). Enfin, nous avons
établi une mesure de l'activité photosynthétique via des électrodes de Clark, le courant
électrique établi dans la feuille étant proportionnel au flux de dioxygène entre les deux
électrodes (fig.2).

5

Fig.3 : Le système racinaire dans le cycle de l’azote

Fig.4 : Nitrification et bactéries impliquées

6



Mesures physiques
! Humidité après dépotage

Chacun des plants a été dépoté, et, pour chaque pot, le sol rhizosphérique a été séparé de
la fraction de sol non-rhizosphérique (bulk soil). Pour chacun des 8 traitements, 5 à 6
grammes de sol frais non-rhizosphérique de chaque réplica ont été pesés puis passés à l’étuve
pour obtenir la masse sèche du sol. Cela permet de calculer l’humidité qui régnait au moment
du dépotage.
! Morphologie
Les mesures de masse fraîche et la longueur des parties aériennes ont été effectuées pour
chaque plantule de même que la masse et la longueur du complexe graine + système racinaire.
Chacun de ces complexes a été analysé par scanner (type Epson twayne pro) (tab.2)
synchronisé à un ordinateur possédant le logiciel Winrhizo 2000 (Regent Instruments,
Québec, Ca) qui analyse les scans et donne les valeurs des longueurs précises et des volumes
de chaque racine.
Les fractions de sol rhizosphérique ont été gardées pour réaliser par la suite des mesures de
cinétiques de nitrification et de dénitrification puisque ce sol contient les exsudats racinaires
qui jouent un rôle prépondérant dans la relation avec les micro-organismes (9, 10) et le cycle
de l’azote. (fig.3)
Remarque : Les mesures physiques et physiologiques ont été effectuées de la même manière
sur les plants de 11j, ce qui n’est pas le cas des mesures chimiques à suivre.
Par la suite, les mesures de dosage et de cinétiques de nitrification et de dénitrification
furent effectuées sur 32 échantillons de sol rhizosphérique, soit 4 réplicats par traitement. Ils
ont été choisis en fonction des mesures mécaniques et physiologiques précédentes, de manière
à ce que les valeurs soient homogènes et représentatives au sein d’un même traitement.

7

!

Tab. 2: Comparaison visuelle des racines dans le scanner Epson Twayne Pro.
(Choix des échantillons arbitraire)
6!Jours!
11!Jours!
Non+inoculé!

Inoculé!

Non+inoculé!

Inoculé!

H=!16%!

H=!28%!

!

!

!

!

!

!

!

!

!

!

!
!

!

H=!45%!

H=45%!!
!!!!!+!
lixiviatio
n!

!

!

!

8

3. Dosage des ions NO3 – par chromatographie ionique

Le but du dosage des ions NO3 – par chromatographie ionique est de déterminer la quantité
d’ions nitrite et nitrate présents dans chacun des sols parmi les 8 traitements.
Pour cela, du sol frais (3g équivalent sol sec) a été placé dans des flacons plasma (150 ml),
dans lesquels de l’eau pure (qsp 30 ml) a été ajoutée, pour chacun des 32 échantillons.
Apres agitation, nitrates et nitrites sont quantifiés par chromatographie ionique (DX-120
colonne IonPac AS9-HC 4X250 mm, Eluent Na2CO3 9.0 mM). Les résultats sont exprimés en
µg (NO3- +NO2-)-N par gramme de sol sec.

4. Mesure des cinétiques de nitrification et de dénitrification (activités potentielles)



Objectif :

La potentialité d’un sol à nitrifier et à dénitrifier est mesurée dans des conditions d’activité
optimale des enzymes présentes, pendant un temps court (inférieur au temps nécessaire pour
la synthèse d’enzymes). La mesure rend ainsi compte de l’activité de la communauté
fonctionnelle au moment de l’échantillonnage.


Cinétique de nitrification :

L’activité potentielle de nitrification de chaque échantillon a été mesurée dans des flacons
plasma (150 ml), dans lesquels du sol frais (3g équivalent sol sec) a été ajouté. Pour éviter les
biais dus aux différences d’humidité entre les sols lors des mesures de l’activité, tous les
échantillons ont été saturés en H2O (qsp 24ml). On ajoute alors une solution de 6 ml de
NH4(SO4) soit 5 µg N/ml dans chaque flacon pour que le substrat des bactéries nitrifiantes
(l’ammonium) soit non limitant. Les flacons ont été incubés à 28°C sous agitation (incubateur
à 140 rpm: New Brunswick Scientific C24KC Eolison). La cinétique a été mesurée sur 1,5ml
de chacune des 32 solutions après filtration en mailles de 0,2 microns, ensuite placées dans la
colonne d'élution d'une chromatographie ionique (sélecteur de flux ECSD-16, détecteur FID)
pour en mesurer les quantités de NOx formés à chaque unité de temps (T2, T4, T6, T8, T10)
avec précisément 2h de décalage pour chaque filtration, à laquelle les réactions s’arrêtent.

9

Photo 1 : Préparation des échantillons pour la dénitrification (octobre 2013)

10

Les moyennes de nitrification potentielle ont été déterminées à partir de la pente des
droites des quantités de NO3- +NO2- en fonction du temps. Les résultats sont exprimés en µg
(NO3- +NO2-)-N par gramme de sol sec réalisé par heure.


Mesure de la cinétique de dénitrification :

L’activité potentielle de dénitrification a été mesurée selon un protocole amélioré depuis
celui de Körner et al. (11). 11g eq. SS de sol rhizosphérique ont été placés dans 32 flacons,
soigneusement scellés, dont l’air été remplacée par de l’hélium pour assurer l’anaérobiose,
puis de l’acétylène a été ajouté pour inhiber totalement la réaction de formation du N2, plus
difficilement quantifiable (Photo 1). Pour éviter les biais dus aux différences d’humidité, 5 ml
d’eau ont été ajoutés dans chaque flacon, puis 1ml d’une solution contenant du glucose (0,5
mg C glucose / g éq. sol sec), de l’acide glutamique (0,5 mg C acide glutamique / g éq. sol
sec) et du KNO3 (50 µg N KNO3 / g éq. sol sec) a été ajouté au sol en tant que substrat pour
les bactéries dénitrifiantes. Les flacons ont été incubés à 28°C, sous agitation (70 rpm). La
quantité de N2O a alors été quantifiée par chromatographie en phase gazeuse (Détecteur
Varian 3400 CX). Les résultats des vitesses de production de N2O sont exprimés en µg N2ON par gramme de sol (équivalent poids sec) réalisé par heure.
5. Mesure de photosynthèse nette et de respiration


Mesure de photosynthèse nette et respiration :

La photosynthèse nette comprend la photosynthèse brute et la respiration. Pour réaliser
cette mesure, des feuilles de maïs sont prélevées et immergée dans un tampon bicarbonate.
Toutes les feuilles sont placées dans une chambre sous vide (le vide étant comblé par le
tampon) en condition non limitante pour le CO2 et dans les mêmes conditions de température
et de lumière. Pour chaque feuille, une mesure de la variation du taux d’O2 en fonction du
temps est réalisée.
Les mêmes feuilles sont utilisées pour la mesure de respiration. Cependant, pour cette
mesure, la chambre est placée à l'obscurité et la variation négative du taux d'O2
traduit une respiration. A la fin de ces mesures, les feuilles sont lyophilisées et leur matière
sèche pesée. Ainsi les mesures de photosynthèse nette et de respiration sont ramenées à une
masse sèche.

11

a: indice de significativité entre les traitements lixivié et non lixivié
a
a

b
b

Fig.5 Effet de la lixiviation à H45 sur
la quantité de nitrate dans la
rhizosphère

Fig.6 Effet de la lixiviation à H45
sur la nitrification potentielle
b

a a
a

Fig.7 Effet de la lixiviation à H45 sur
la dénitrification potentielle

Fig.8 Effet de la lixiviation à H45 sur la
longueur racinaire totale

a
a

Fig.9 Effet de la lixiviation à H45 sur
l'efficacité quantique du PSII
12

1. Analyse des données
L'échantillonnage a été effectué de manière aléatoire simple. La normalité des données de
chaque modalité a été vérifiée avec le test de Shapiro-Wilk. L'homoscédasticité a été vérifiée
à l'aide de tests de Levene. Les effets des facteurs "inoculation" et "humidité" ont été testés
avec des ANOVA2 ou Kruskal-Wallis selon le nombre de réplicas et la robustesse au non
respect des conditions d'application. Les comparaisons de moyennes 2 à 2 ont été réalisées à
l'aide de tests de Wilcoxon pour les comparaisons simples, TukeyHSD (test "Post-hoc") et
Pairewise-Wilcoxon pour des comparaisons multiples. Le risque de première espèce associé à
chaque probabilité critique donnée par chaque test a été fixé à 5%.
(Logiciel R, bibliothèque « car »)

Résultats
Étude de l'effet de la lixiviation:
Une étude préalable réalisée 6 jours après germination a permis de tester l'effet de la
lixiviation pour un sol à une humidité de 45% sur les variables résultantes des mêmes mesures
que celles réalisées 11 jours après germination.
Une première série de tests n'a pas permis de mettre en évidence un effet significatif de
l'inoculation sur ces variables, c'est pourquoi les échantillons inoculés et ceux qui ne l'étaient
pas ont été confondus pour la pratique des tests de Wilcoxon dont les résultats sont présentés
dans cette partie.
Les racines des plantules ayant poussé dans des sols lixiviés sont significativement plus
longues (p-value=0,03966). Ces dernières occupent une surface plus importante (pvalue=0,06434) mais leur diamètre moyen est inférieur (p-value=0,07051) à celui des racines
ayant poussés dans des sols non lixiviés. Les variables issues des mesures liées à la
photosynthèse ne sont pas affectées de manière significative par la lixiviation.
La lixiviation affecte considérablement la quantité de nitrates présente dans la rhizosphère 6
jours après germination (p-value=0,0001554). En effet les sols non lixiviés présentent une
quantité de NO2- et NO3- très supérieure à celle des sols lixiviés.
L'activité de dénitrification potentielle semble supérieure dans la rhizosphère des sols non
lixiviés. L'activité de nitrification potentielle est significativement supérieure dans la
rhizosphère des sols non lixiviés (p-value=1,5e-4) (fig 5 à 9).

13

a a
a a

a : indice de significativité entre I et NI d’une même humidité
a : indice de significativité entre les humidités pour NI
a : indice de significativité entre les humidités pour I
a a
a a
a
a
b b
a a
b b
a a
a
a
a a
b b

Fig.10 Effets de l'inoculation et de l'humidité
sur la longueur des parties aériennes
a
a
a
a
a
a
a
a
a a
b b

Fig.12 Effets de l'inoculation et de l'humidité
sur la surface du système racinaire
a
a
a
a
a
a
a
a

a
a

a
a

Fig.14 Effets de l'inoculation et de l'humidité
sur le diamètre moyen des racines

Fig.11 Effets de l'inoculation et de l'humidité
sur la masse racinaire
a
a
a
a
a
a
a
a
a a
b b

Fig.13 Effets de l'inoculation et de l'humidité
sur la longueur totale du système racinaire
b
a

b
a
a
a

a
a

b
a
a
a

Fig.15 Effets de l'inoculation et de l'humidité
sur l'efficacité quantique du PSII
14

Étude des effets de l'inoculation et de l'humidité:
Dans un but pratique et de comparaison de l'influence de l'inoculation à différentes humidités,
les résultats de ces effets sont abordés dans une même partie. Nous distinguons cependant
trois grands types de mesures: les mesures physiologiques et mécaniques, les mesures
photosynthétiques et les mesures d'activités microbiennes, les deux premières étant des
indicateurs de croissance et la dernière un indicateur de fonctionnement biologique de la
rhizosphère
Mesures physiologiques et mécaniques :
Longueur des parties aériennes:
Les tests statistiques ne permettent pas de mettre en évidence de différences signficatives
entre les la longueur des plants inoculés et de ceux qui ne l'étaient pas (p-value=0,9134).
Cependant, l'humidité du sol semble avoir un effet très significatif sur la longueur des parties
aériennes (p-value=0,0001728). Les plants du traitement H16 sont significativement plus
petits que ceux des traitements H28 (p-value=0,0001727) et H45 (p-value=0,0221539) qui ne
sont pas significativement différents (p-value=0,2195198) (fig.10).
Longueur, masse, surface, diamètre et volume des parties racinaires:
Concernant les parties racinaires, l'inoculation ne semble pas avoir d'effets significatifs sur
la longueur totale (p-value=0.471726), la masse (p-value=0.40585), la surface (pvalue=0.7163304), le diamètre (p-value=0.11201), et le volume (p-value=0.8413) des
racines. (fig 11, 12 & 13)
Les variables longueur totale (p-value=0,001607), masse (p-value=0,02907), surface (pvalue=0,0002489) et volume des racines (p-value=2,582e-5) sont affectées de manière très
significative par l'humidité du sol. Le diamètre des racines n'est pas significativement
différent (p-value=0,05957) entre les différents traitements, il est tout de même possible de
souligner une tendance... (fig.14)
La longueur totale, la surface et la masse du système racinaire sont supérieures à H16 et H45.
De même, l'inoculation semble avoir un effet positif sur ces variables.
Le diamètre moyen des racines est inférieur chez les plantules du traitement H16 mais il n'est
pas possible d'établir de tendances concernant un possible effet de l'inoculation

15

a a
a a

b
b

a a
a a

a
b a
b

b
a

a
b
a
a

a
a

Fig.16 Effets de l'inoculation et de l'humidité
sur l'indice chlorophyllien
a
a
a
a

a
a a
a

a
a
a
a

b
a

Fig.17 Effets de l'inoculation et de l'humidité
sur la photosynthèse
a nette
c a
a
c
b
a
a a
a
a
b

a
d a
d

Fig.18 Effets de l'inoculation et de l'humidité
sur la respiration des plantules
a
a
a
a

a
a a
a

Fig.19 Effets de l'inoculation et de l'humidité
sur la quantité de nitrates dans la rhizosphère

a
aa
a

a a
b b

a
aa
a

Fig.20 Effets de l'inoculation et de l'humidité
sur la nitrification potentielle de la rhizosphère
des plantules

aa
aa

a
b
a
b

a
a b
b

Fig.21 Effets de l'inoculation et de l'humidité
sur la dénitrification potentielle de la
rhizosphère des plantules
16

Activités photosynthétique et respiratoire:
Fluorimétrie :
L'efficacité quantique des échantillons semble être affectée de manière très significative par
l'inoculation (p-value=8,164e-06)
L'humidité du sol ne semble pas affecter significativement ce paramètre (p-value=0,4861).
Quelle que soit l'humidité, l'efficacité quantique du photosystème II est considérablement
améliorée avec l'inoculation (fig.15).
SPAD :
L'inoculation ne semble pas avoir d'effets significatifs sur l'indice chlorophyllien (pvalue=0,234157). Cet indice semble être significativement affecté par l'effet de l'humidité (pvalue=0,001694). Les IC des plantules des traitements H16 et H45 sont significativement
supérieurs à ceux des plantules du traitement H28 (fig.16).
Photosynthèse nette:
La photosynthèse nette des plantules est significativement différente selon qu'ils
appartiennent ou non au traitement inoculation (p-value=0,0003089). L'humidité du sol (pvalue=0,0001905) affecte significativement ce paramètre.
Quelle que soit l'humidité du sol, l'inoculation augmente l'activité photosynthétique nette des
plantules. Par ailleurs, la photosynthèse nette des traitements H16 et H45 est significativement
plus faible que celle du traitement H28 (fig.17).
Respiration :
La respiration des plantules n'est pas significativement différente selon qu'ils aient été
inoculés (p-value=0,2334) ou placés à différentes humidités (p-value=0,2397). Cependant, ces
valeurs semblent plus faibles pour le traitement inoculé (fig.18).
Dosage des nitrates et activités potentielles nitrifiantes et dénitrifiantes:
Dosage des nitrates:
La quantité de NO2- et NO3- présente dans la rhizosphère n'est pas affectée par l'inoculation
(p-value=0,729). L'humidité semble avoir un effet considérable sur cette quantité (pvalue=0,05516). La différence la plus prononcée se trouve entre les traitements H45 et H16,
le premier présentant la quantité de nitrates la plus élevée et le second la

17

a
a a
a

a
a

a
a a
a

a
a

a
a a
a

Fig.20 Effets de l'inoculation et de l'humidité sur la
nitrification potentielle dans la rhizosphère

a a
b b
a a
a a

a
b
a
b

a
a b
b

Fig.21 Effets de l'inoculation et de l'humidité sur la
dénitrification potentielle dans la rhizosphère

18

Nitrification et dénitrification potentielles (à 6 jours):
L'inoculation (p-value=0,9685) et l'humidité (p-value=0,4608) ne semblent pas affecter de
manière significative la nitrification potentielle dans la rhizosphère des microcosmes.
Cependant, la nitrification potentielle du traitement H16 semble être inférieure à celle des
traitements H45 et H28. L'humidité semble affecter de manière significative la dénitrification
dans la rhizosphère des microcosmes (p-value=0,00073). La dénitrification potentielle des
traitements H16 est inférieure (p-value=0,086) à celle des traitements H28 et H45. Aucune
différence significative n'est remarquée entre les traitements H28 et H45 (fig.20 & 21).

Discussion
L'ensemble des informations apportées par nos mesures (6 et 11 jours après germination) nous
permet d'évaluer l'influence de l'humidité du sol, de la lixiviation de ce dernier et l'intérêt de
l'inoculation des caryopses de maïs par une PGPR sur des indicateurs d'intérêt agronomique
tels que les paramètres intrinsèques de la plante et les activités potentielles de nitrification et
de dénitrification au sein de la rhizosphère.
L'étude préalable s'intéressant aux effets de la lixiviation d'un sol à une humidité de 45%
permet principalement d'observer des modifications physiologiques des plantules et des
impacts considérables sur les activités potentielles bactériennes du sol. En effet, lorsqu'un sol
est lixivié, l’augmentation de la taille et de la surface totale des racines peut s’expliquer par la
diminution des ressources absorbables par la plantule dans le sol, ce qui la contraint à
développer un système racinaire plus étendu pour atteindre les nutriments à de plus grandes
profondeurs (12).
Cette affirmation peut-être confirmée par le dosage des nitrates dans la rhizosphère. Ces
mesures mettent en évidence des quantités de NO2- et NO3- très inférieures dans les sols
lixiviés. Ces résultats peuvent être étendus pour un ensemble d'ions présents dans le sol. Ces
affirmations permettent en partie d'expliquer la faible activité potentielle des bactéries
nitrifiantes et dénitrifiantes dans ce traitement lixivié. La disponibilité du substrat à
transformer et des nutriments pour supporter la croissance de ces bactéries étant plus faibles,
leur effectif et leur activité doivent être fortement affectés.

19

20

Les résultats ont démontré que l’activité potentielle nitrifiante n’est pas influencée par
la présence de l’inoculum et les différents taux d’humidité. Les communautés nitrifiantes sont
autotrophes et aérobies. Elles utilisent les ions ammoniums pour réaliser la nitrification ce qui
aboutit à la production de nitrates qui sont les substrats même des bactéries dénitrifiantes.
Certaines études ont montré que les variations de la demande biochimique en oxygène des
bactéries nitrifiantes (très liées à la quantité d’oxygène qui y règne) n’inhibent pas la
nitrification (13). Durant notre étude, le niveau d’ammoniac présent dans les sols était
suffisant pour permettre l’étape de nitrification. Cependant, la nitrification potentielle du
traitement H16 a tendance à être plus faible que celle des traitements H45 et H28 mais ce
n’est pas significatif. En effet, une disponibilité en eau faible peut inhiber l'activité nitrifiante
en abaissant le potentiel hydrique du sol ce qui diminue l’hydratation des cellules
bactériennes et les activités enzymatiques (14). De même, une faible teneur en eau peut
également réduire l'activité nitrifiante en limitant la quantité de substrat (14).
Parallèlement, les quantités de nitrites et nitrates ne sont pas affectées par la présence ou non
de l’inoculum. Ces éléments proviennent de l’activité nitrifiante mais sont aussi présents dans
le sol par ajout d’engrais. En revanche, le taux d’humidité a un effet remarquable sur ces
quantités. L’humidité H45 présente la quantité de nitrates la plus élevée alors que l’humidité
H16 présente la quantité de nitrates la plus faible. Les faibles taux d’humidité entrainent une
déshydratation du sol et diminuent les quantités d’éléments présents dans ce sol notamment
les nitrates (14). Le nitrate est le substrat essentiel à la dénitrification. Il y a une forte
corrélation entre la quantité de nitrates présente et le taux de dénitrification (15).
De la même manière, l’activité dénitrifiante n’est pas affectée par l’inoculation. Elle est
d’autant plus importante lorsque la

quantité de nitrates augmente. La dénitrification

potentielle des traitements H16 est inférieure à celle des traitements H28 et H45 qui
présentaient une quantité de nitrates plus élevée. Une autre raison expliquant cette différence
d’activité dénitrifiante est le taux d’humidité du sol. Les bactéries dénitrifiantes sont
anaérobies, ainsi, les taux d’humidité élevés confèrent cette condition puisque les pores sont
saturés en eau : il n’y a donc plus d’oxygène. Les bactéries dénitrifiantes sont alors dans de
meilleures conditions pour réaliser la réaction de dénitrification et l’activité enzymatique est
plus importante (16). Il est donc très intéressant d’étudier la relation entre cette réaction et la
croissance des plantes puisque la dénitrification entre directement en compétition avec la
nutrition azotée des plantes (17).

21

22

Une différence de croissance des parties aériennes est observée selon l'humidité du sol. En
comparaison à une humidité correspondant à la capacité au champ, le cultivar Friedrixx
semble plus résistant, pendant la levée, à l'excès en eau plutôt qu'à un stress de type
sécheresse. En dépit de conditions anoxiques dans le sol, cela pourrait s’expliquer par le fait
qu’une plus forte humidité permettrait une meilleure turgescence des cellules de la tige et
favoriserait donc sa croissance.
11 jours après germination, l'inoculation par une bactérie de type PGPR ne semble pas
stimuler la croissance. Cependant, sa présence améliore considérablement les paramètres
photosynthétiques, notamment l'efficacité quantique du photosystème 2 (mesure de
potentialité) et la photosynthèse nette (mesure biochimique réelle). La mesure du Spad
semblant moyennement répétable et corrélée avec les deux mesures citées précédemment, elle
ne sera pas commentée dans cette partie. L'inoculation améliore donc le potentiel
photosynthétique des plantules mais permet aussi une meilleure réalisation de l'acte
photochimique. Le manque ou l'excès en eau semblent avoir une influence négative sur ces
derniers paramètres. Les principales causes pourraient être liées à l'altération des structures
photosynthétiques (chlorophylles, photosystème II) due au stress oxydatif, à des
modifications de conductance stomatique selon l'humidité, à la disponibilité des nutriments,
des minéraux et de l'eau nécessaires à la biosynthèse des chlorophylles (18,19) mais aussi à
l'acte photochimique. La présence de l'inoculum permet d'atteindre des valeurs d'efficacité
quantiques du photosystème 2 comprises entre 60 et 70% témoignant d'une limitation en
nutriments plus faible chez ces plantules (20). Han et al. ont pu démontrer que l'inoculation
par une PGPR améliorait les mécanismes antioxydants et l'approvisionnement des plantes en
éléments nutritifs (21).
Des études ont montré que les PGPR produisent des composés incluant les phytohormones,
les auxines, les cytokinines et les gibbérellines connues pour promouvoir la croissance (22). Il
serait donc intéressant d'étudier plus précisément le contenu chimique de la rhizosphère
(métabolites secondaires, hormones) pour comprendre le rôle des PGPR dans les interactions
plante-microorganismes, plantes-plantes, plantes-microfaune et dans la résistance aux stress
abiotiques. Pour approfondir notre étude il serait intéressant de regarder la composition des
tissus racinaires afin d’apporter des informations sur l'impact de l'inoculation et de l'humidité
sur la structure des racines (23). De même, pour mieux comprendre le mécanisme de la
symbiose associative, l'étude des flux de métabolites primaires entre les deux organismes

23

24

s’imposerait en premier lieu.
Pour améliorer notre étude, un nombre plus grand de réplicas et d’individus pourrait
peut-être mettre en évidence certaines actions de l’inoculation par le symbionte A. lipoferum
qui n’ont pas pu être détectées. De plus, des mesures chimiques analogues (dosage et
cinétiques) sur des graines de Friedrixx ayant germé depuis 11 jours suivies d’analyses en
bloc aléatoire complet nous permettraient très probablement de conforter nos tendances.
L'ensemble de ces résultats permet de rappeler la nécessité d'une gestion réfléchie et
rigoureuse des paramètres qui influenceront la structure du sol (amendements organiques,
arrosage, travail mécanique du sol...) et ses activités associées pour une meilleure gestion des
intrants azotés. D'autre part, le choix de la période pour semer pour semer est un facteur
primordial de la croissance et de la survie de sa culture. Enfin, les résultats semblent
encourageant quant à l'intérêt d'inoculer le cultivar par une PGPR dans le but d'améliorer la
réponse de sa culture face aux stress abiotiques, de stimuler sa croissance dans une optique
d'amélioration des rendements.

25

26

Références
1 Directive 91/676CEE européenne. 12/12/91. Ministère de l’Écologie, du
Développement Durable et de l’Énergie.
http://www.ineris.fr/aida/consultation_document/1053
2 Le gouvernement finalise au niveau national la réforme des programmes d’actions
contre les pollutions par les nitrates. 25/10/2013. Ministère de l’Agriculture, de
l’Agroalimentaire et de la Forêt. http://agriculture.gouv.fr/programmes-action-nitrates
3 Plan national d’adaptation aux changements climatiques. 2011. Ministère de
l’Ecologie, du développement durable, des transports et du logement.
http://www.developpement-durable.gouv.fr/IMG/pdf/ONERC-PNACC-complet.pdf
4 Berg, G. (2009). Plant–microbe interactions promoting plant growth and health:
perspectives for controlled use of microorganisms in agriculture. Applied
Microbiology and Biotechnology, 84(1), 11-18.

5 Grover, M., Ali, S. Z., Sandhya, V., Rasul, A., & Venkateswarlu, B. (2011). Role of
microorganisms in adaptation of agriculture crops to abiotic stresses. World Journal of
Microbiology and Biotechnology, 27(5), 1231-1240.

6 Friedrixx, le défi de la performance. 2011. RAGT semences.
http://www.ragtsemences.com/rs/pdf_fr/C1_Friedrixx.pdf

7 Fulchieri, M., Lucangeli, C., & Bottini, R. (1993). Inoculation with Azospirillum
lipoferum affects growth and gibberellin status of corn seedling roots. Plant and cell
physiology, 34(8), 1305-1309.

8 Alexander, L. T., & Haring, M. M. (1936). Vapor Pressure–Water Content Relations
for Certain Typical Soil Colloids. The Journal of Physical Chemistry,40(2), 195-205.

9 Hansen, M., Kragelund, L., Nybroe, O., & Sørensen, J. (1997). Early colonization of
barley roots by Pseudomonas fluorescens studied by immunofluorescence technique
and confocal laser scanning microscopy. FEMS microbiology ecology, 23(4), 353-360.
27

28

10 Marilley, L., & Aragno, M. (1999). Phylogenetic diversity of bacterial communities
differing in degree of proximity of Lolium perenne and Trifolium repens roots.
Applied Soil Ecology, 13(2), 127-136.

11 Körner, H., & Zumft, W. G. (1989). Expression of denitrification enzymes in response
to the dissolved oxygen level and respiratory substrate in continuous culture of
Pseudomonas stutzeri. Applied and Environmental Microbiology, 55(7), 1670-1676.

12 José López-Bucio, Alfredo Cruz-Ramı́rez, Luis Herrera-Estrella (2003) The role of
nutrient availability in regulating root architecture. Current Opinion in Plant
Biology,Vol6,Pages 280–287

13 Harry E.Wild, Jr., Clair N.Sawyer and Thomas C.McMahon. (1971). Factors affecting
nitrification kinetics. Journal of the Water Pollution Control Federation.Vols. 32-61
Pages 1960-1989

14 JM Stark and MK Firestone (1995). Mechanisms for soil moisture effects on activity
of nitrifying bacteria. Applied and environmental microbiology. vol. 61 Pages 1 2181221.

15 Tanita Sirivedhin, Kimberly A. Gray( 2006). Factors affecting denitrification rates in
experimental wetlands: Field and laboratory studies. Ecological Engineering vol 26
Pages 167–181.

16 R. Ruser, H. Flessa, R. Russow, G. Schmidt, F. Buegger, J.C. Munch (2006).
Emission of N2O, N2 and CO2 from soil fertilized with nitrate: effect of compaction,
soil moisture and rewetting. Soil Biology and Biochemistry Vol 38 Pages 263–274.

17 S .CZARNES. Titre de la thèse : Influence de différents cultivars de maïs tolérant ou
non à l’hypoxie sur la qualité des exsudats racinaires et le rôle de ces exsudats sur la
capacité de la communauté dénitrifiante à coloniser la rhizosphère et à exprimer sa
fonction.
18 O. Slatlyer (1957).The influence of progressive increases in total soil moisture stress
on transpiration, growth, and internal water relationships of plants. Australian Journal
of Biological Sciences, vol 10, Pages 320 – 336.
29

30

19 J. Farineau, J-F Morot-Gaudry (2011). La photosynthèse, processus physiques,
moléculaires et physiologiques. Editions Quae, p. 43.
20 Kromkamp Jacco & Peene Jan (1999) Estimation of phytoplankton photosynthesis
and nutrient limitation in the Eastern Scheldt estuary using variable fluorescence.
Aquatic Ecology 33: 101–104, 1999.
21 Han, H. S., & Lee, K. D. (2005). Plant growth promoting rhizobacteria effect on
antioxidant status, photosynthesis, mineral uptake and growth of lettuce under soil
salinity. Res J Agric Biol Sci, 1(3), 210-215.
22 García de Salamone, I. E., Hynes, R. K., & Nelson, L. M. (2001). Cytokinin
production by plant growth promoting rhizobacteria and selected mutants. Canadian
journal of microbiology, 47(5), 404-411.
23 Vitorino, P. G., Alves, J. D., Magalhães, P. C., Magalhães, M. M., Lima, L. C. O., &
Oliveira, L. E. M. D. (2001). Flooding tolerance and cell wall alterations in maize
mesocotyl during hypoxia. Pesquisa Agropecuária Brasileira, 36(8), 1027-1035.

31

Annexe 1: Compléments d’information sur la culture du maïs

1
2

3
4

5
6

7
8

9
10

11
12

13
14

15
16

17
18
19
20

21
22
23
24
25

26
27
28
29

30
31
32

F_H28_NI
F_H28_NI

F_H28_NI
F_H28_NI

F_H28_I
F_H28_I

F_H28_I
F_H28_I

F_H45_NI
F_H45_NI

F_H45_NI
F_H45_NI

F_H45_I
F_H45_I

F_H45_I
F_H45_I

F_H45_NI lix
F_H45_NI lix
F_H45_NI lix
F_H45_NI lix

F_H45_I lix
F_H45_I lix
F_H45_I lix
F_H45_I lix
F_H16_NI

F_H16_NI
F_H16_NI
F_H16_NI
F_H16_I

F_H16_I
F_H16_I
F_H16_I

12,023
12,060
12,165

12,475
12,308
12,143
12,352

35,654
33,958
33,411
36,041
12,172

33,333
34,140
33,492
35,062

31,881
32,613

33,416
33,476

33,475
32,735

32,280
31,954

25,442
25,373

24,950
25,641

24,172
25,455

24,104
25,393

Humidité
%

Aération
Vol%air/vol%pores%%
47,14
44,31
46,99
44,18
45,28
43,77
44,2
44,35
29,21
29,92
26,56
28,21
26,72
26,58
30,08
28,48
26,9
25,13
26,55
23,1
21,81
25,53
26,73
20,96
73,31
72,64
73,01
73,37
72,91
73,63
73,65
73,32

Dosage1NO25,NO35
µg%N1NO21,NO31.h11.g%sol%sec%11
39,533
25,614
18,497
33,265
18,673
28,636
22,606
16,990
39,117
22,170
24,452
43,147
37,254
39,483
26,526
32,482
7,226
5,199
4,748
7,452
3,172
3,096
2,539
2,702
21,984
29,695
10,524
20,023
34,803
28,011
10,036
12,161

Dénitrification
Moyennes Ecar1type µg%N1N2O.h11.g%sol%sec%11
0,964
1,327
29,227
9,142
1,185
1,040
1,067
1,382
21,726
5,173
1,099
1,080
1,499
0,862
32,221
10,461
NA
1,182
1,104
0,844
33,936
5,738
0,843
0,974
1,051
1,051
6,156
1,381
1,169
1,202
1,128
1,181
2,877
0,306
1,268
1,323
0,769
0,757
20,556
7,884
0,886
0,774
0,793
0,758
21,253
12,080
0,910
0,817
0,820

0,796

1,225

1,118

0,941

1,181

1,157

1,129

Moyennes

0,065

0,060

0,087

0,079

0,125

0,318

0,150

0,161

Ecar1type

Nitrification
µg%NO31.h11.g%sol%sec%11
2,105
1,826
1,325
1,582
1,346
1,828
1,454
1,771
2,300
1,651
1,738
2,313
1,628
1,810
2,065
1,810
0,730
0,950
0,730
0,987
0,734
0,737
0,721
0,705
1,689
2,009
1,072
1,431
1,752
1,697
1,221
1,077
1,437

1,550

0,724

0,849

1,828

2,001

1,600

1,709

Moyennes

0,338

0,397

0,015

0,139

0,180

0,355

0,236

0,334

Ecar1type

Annexe 2: Tableau des mesures d’activité et de dosage

echantillons
F_H16_I_1
F_H16_I_2
F_H16_I_3
F_H16_I_4
F_H16_I_5
F_H16_I_6
F_H16_I_7
F_H16_I_8
F_H16_NI_1
F_H16_NI_2
F_H16_NI_3
F_H16_NI_4
F_H16_NI_5
F_H16_NI_6
F_H16_NI_7
F_H16_NI_8
F_H28_I_1
F_H28_I_2
F_H28_I_3
F_H28_I_4
F_H28_I_5
F_H28_I_6
F_H28_I_7
F_H28_I_8
F_H28_NI_1
F_H28_NI_2
F_H28_NI_3
F_H28_NI_4
F_H28_NI_5
F_H28_NI_6
F_H28_NI_7
F_H28_NI_8
F_H45_I_1
F_H45_I_2
F_H45_I_3
F_H45_I_4
F_H45_I_5
F_H45_I_6
F_H45_I_7
F_H45_I_8
F_H45_NI_1
F_H45_NI_2
F_H45_NI_3
F_H45_NI_4
F_H45_NI_5
F_H45_NI_6
F_H45_NI_7
F_H45_NI_8

Inoculation
I
I
I
I
I
I
I
I
NI
NI
NI
NI
NI
NI
NI
NI
I
I
I
I
I
I
I
I
NI
NI
NI
NI
NI
NI
NI
NI
I
I
I
I
I
I
I
I
NI
NI
NI
NI
NI
NI
NI
NI

humidite
H16
H16
H16
H16
H16
H16
H16
H16
H16
H16
H16
H16
H16
H16
H16
H16
H28
H28
H28
H28
H28
H28
H28
H28
H28
H28
H28
H28
H28
H28
H28
H28
H45
H45
H45
H45
H45
H45
H45
H45
H45
H45
H45
H45
H45
H45
H45
H45

poidsa
25.4
26
28
28.1
25.6
25.8
24.1
23.5
24.5
24
26
30.3
28
24.8
25.2
26.2
36
32.5
27.5
29
38
39
39.5
36
40
29
32
38.5
35.2
39
33.6
30.4
38.7
38
35.5
35.7
26
18.2
26.5
35.9
19.2
15.3
37.7
38.7
34.2
38.6
36
28

poidsr
0.92
0.89
0.99
0.8
1.01
1.02
1.01
0.72
0.74
0.86
0.96
0.104
0.99
0.81
0.82
1.09
0.64
0.51
0.55
0.44
0.4
0.82
0.82
0.89
0.78
0.5
0.61
0.72
0.98
0.8
0.57
0.44
0.92
0.99
0.88
0.89
0.81
0.5
0.55
1.02
0.49
0.35
1.01
0.83
0.87
0.95
0.95
0.54

longueurr
407.8328
438.3852
530.037
594.318
545.3544
512.4828
528.9151
501.4347
474.3092
557.4676
589.966
717.471
805.5078
540.452
431.4223
645.133
293.8225
397.1525
255.4407
210.4934
232.609
531.7832
524.767
419.3892
485.8731
243.4418
330.0411
466.2945
535.248
532.6137
285.6876
213.1534
641.9609
603.1663
405.0666
433.4884
385.807
167.7252
257.1939
585.5811
243.8107
121.2383
505.9185
544.0531
522.1358
515.7704
544.6856
234.9443

surfacer
53.5211
57.7138
67.0815
70.1
66.9417
63.1265
63.9871
60.9377
56.4602
70.0572
70.0212
81.2881
84.104
61.9586
54.627
74.8537
39.3645
40.8501
33.1606
29.3358
30.5182
57.8824
57.7531
54.0693
58.4225
30.803
42.6186
52.1692
65.2977
59.6504
36.4756
26.9701
71.0077
75.3725
53.7156
54.7493
53.5386
27.6366
34.5175
71.4566
35.1136
20.2347
64.0329
61.2444
61.4295
62.1172
62.1987
30.6776

diamr
0.4177
0.4191
0.4029
0.3754
0.3907
0.3921
0.3851
0.3868
0.3789
0.4
0.3778
0.3606
0.3324
0.3649
0.403
0.3693
0.4265
0.3574
0.4132
0.4436
0.4176
0.3965
0.3603
0.4104
0.3827
0.4028
0.411
0.3561
0.3883
0.3565
0.4064
0.36628
0.3521
0.3978
0.4221
0.402
0.4417
0.5245
0.4272
0.3884
0.4584
0.5313
0.4029
0.3583
0.3745
0.3834
0.3635
0.4156

volr
0.559
0.605
0.676
0.658
0.654
0.619
0.616
0.589
0.535
0.701
0.661
0.733
0.699
0.565
0.55
0.691
0.42
0.334
0.343
0.325
0.319
0.501
0.506
0.555
0.559
0.31
0.438
0.464
0.634
0.532
0.371
0.272
0.625
0.75
0.567
0.55
0.591
0.362
0.369
0.694
0.402
0.269
0.645
0.549
0.575
0.595
0.565
0.319
NA
NA
0.84
0.836
0.814
0.742
0.743
0.674
0.751
0.363
0.627
0.24
0.356
0.643
0.633
0.741
0.811
0.841
0.821
0.767
0.801
0.792
0.801
0.811
0.744
0.612
0.456
0.613
0.326
0.529
0.711
0.602
0.801
0.706
0.693
0.804
0.796
0.756
0.76
0.769
0.346
0.563
0.601
0.749
0.696
0.701
0.796
0.847

psii
spad
10.5
11.3
12.7
14.4
11.3
10.7
14.5
10.2
10.8
12.2
12.6
13
16.9
9.48
12.1
13.4
16.6
21.4
16.7
15.1
18.3
14.2
14.8
12.6
13.5
12.5
16.2
10
14.5
12.6
14.6
14.5
14.2
13
15.1
10.2
13
9.6
11.5
13.9
16.1
10.1
12
13
11.8
12.9
12.2
10.9

photonet
29.6902761104442
32.9011764705882
26.9660633484163
28.8115246098439
35.6067226890756
21.3153326904532
31.7214885954382
16.3875432525952
14.7899159663866
18.0288115246098
15.8659370725034
28.527731092437
16.4009603841536
20.4250474383302
7.01960784313725
NA
49.7819225251076
73.1809954751131
41.225063938619
24.8996539792388
27.4219948849105
21.0260366441659
48.7420814479638
39.4621848739496
37.7563025210084
21.7902813299233
37.1008403361344
22.1344537815126
20.7750865051903
35.2720588235294
28.4453781512605
24.3452685421995
17.7370242214533
25.1921568627451
28.5018007202881
26.0207612456747
24.375
29.8194254445964
23.2521008403361
30.7659574468085
20
13.2122762148338
18.4285714285714
16.0058823529412
30.7820069204152
17.218487394958
13.076181292189
14.9264705882353

respiration
26.66986794717887
29.08470588235294
26.35972850678733
27.92316926770708
24.40672268907562
26.22565091610414
28.67226890756303
28.98269896193772
210.5546218487395
29.44297719087636
29.57865937072503
28.35966386554622
27.74309723889556
29.0853889943074
26.09150326797386
NA
212.12912482066
28.32126696832579
210.6726342710998
26.53287197231835
28.04092071611253
25.20732883317261
27.1131221719457
211.2941176470588
229.655462184874
23.0690537084399
212.4789915966387
25.82713085234093
25.39792387543252
214.7426470588235
26.59663865546218
28.52429667519181
25.48788927335641
24.61176470588236
210.5522208883553
26.78200692041522
28.18382352941176
25.83584131326949
25.1344537815126
210.5657071339174
210.0840336134454
24.75703324808183
26.78151260504202
211.2941176470588
28.19377162629758
26.80672268907563
28.2970106075217
25.57352941176471

Annexe 3: Tableau compilant les valeurs des variables associées aux mesures mécaniques,
physiologiques et photosynthétiques utilisé pour la réalisation de l’ANOVA2

0,3429

Inoculation
Humidite
Interaction
Inoculation
Humidité
Inoculation

NI

H28

I

H16
H28
H166H45=0,34 H166H28/=0,69
0,2189

ANOVA%2%effets%
additifs%et%Interaction

p6value
p6value
p6value
p6value
ANOVA2%effets%additifs
p6value
I/6/NI
H286H16
Humidité
H456H16
H456H28
NI:H166I:H16
I:H286I:H16
NI:H286I:H16
I:H456I:H16
NI:H456I:H16
Test%de%tukey
I:H286NI:H16/
NI:H286NI:H16
Inoculation/et/
I:H456NI:H16
Humidité
NI:H456NI:H16
NI:H286I:H28
I:H456I:H28
NI:H456I:H28
I:H456NI:H28
NI:H456NI:H28
NI:H456I:H45
H45/lix/6/H45
Wilcoxon

Wilcoxon

Modalités
Wilcoxon
Kruskal6Wallis

Kruskal6Wallis

Modalités
Pairwise/Wilcoxon

NI

Masse%R
0.41006
0.03112*
0.54000
0.40585
0.02907*

0.0255285*
0.5907951
0.2064613

0,3825

Longueur%PA
0.9153191
0.0002522*
0.9532640
0.9134091
0.0001728*

0.0001727*
0.0221539*
0.2195198

0,1653

I

H16
H166H45=0,40

0,05516
Effet/de/l'inoculation
H16
NI
1
0,729
Effet/de/la/lixiviation
0.0001554*

H45
H286H45=0,89

Dosage
Effet/de/l'humidité

0,8857

I

0,07051

0.0001997*
0.0197089*
0.2566431

0,06434

0.7843209
/0.0617457
0.2287357

Diamètre%R
0.11918
0.06638
0.84768
0.11201
0.05957

NI

H16
H166H45=1

1

H28

0,3114

0.0000151*
0.0247614*
0.0426089*

Voliume%R
0.8407/
2.698e605*
0.3247
0.8413
2.582e605*

I

NI
H28
H166H28/=1
0,4433
H16
H166H45=0,086

0,9427

0.0023694
0.9538772
0.0054201

Spad
0.21718
0.00115*
0.07661
0.234157
0.001694*

NI

I
H28
H166H28/=0,114
0,4405

1

H45

0,3968

0.2169223
0.0667312
0.9999965
0.9960243
0.2450115
0.0001241*
0.1748404
0.4638879
0.9999909
0.0872748
0.0194597*
0.0001130*
0.9893223
0.1974622
0.5163401

Paramètres%Photosynthètiques
PSII
Photosynthèse%nette
7.509e606*
0.0003984*
0.4781
0.0002604*
0.2339
0.7709098
8.164e606*
0.0003089*
0.4861
0.0001905*
7.5e606*

0,4608
Effet/de/l'inoculation
H16
NI
I
0,6857
0,9685
Effet/de/la/lixiviation
1,5e64*

H45
H286H45=1

Nitrification%potentielle
Effet/de/l'humidité

respiration
0.2431
0.2537
0.8624
0.2334
0.2397

I

H45
H286H45=0,229

NI

Effets%de%la%lixiviation

1

H28

H16
H166H45=0,343

Effets%de%l'inoculation%et%de%l'humidité

0,03966*

0.0017169*
0.0244262*
0.5947430

Paramètres%mécaniques
Longueur%tot%R
Surface%R
0.474339
0.7174310
0.001778*
0.0002796*
0.474844
0.4409097
0.471726
0.7163304
0.001607*
0.0002489

NI

H45
H286H45=0,17

H45

I
H28
H166H28/=0,89
0,1253

T

Tests%statistiques

I

H28
H166H28/=0,086
0,048*

NI
H16
H166H45=0,343

0,00073*
Effet/de/l'inoculation
H16
NI
I
0,6857
0,9685
Effet/de/la/lixiviation
0,1476

H45
H286H45=1,00

Dénitrification%potentielle
Effet/de/l'humidité

NI
1

H45

I
H28
H166H28/=0,086
0,02962*

I

H45
H286H45=0,600

Annexe 4: Résultats des analyses statistiques

Résumé
Azodure est un projet ayant pour but de développer une technologie d’inoculation de
semences de céréales par une bactérie nommée Azospirillum lipoferum, qui pratique avec
leurs racines une symbiose associative, le but étant qu’elle puisse être adoptée dans la
décennie à venir en tant que technologie alternative de culture réduisant les besoins en engrais
et la sensibilité des céréales aux accidents climatiques tout en étant respectueuse de
l’environnement. Ce type de bactéries est qualifié de PGPR (Plant Growth-Promoting
Rhizobacteria), et présente un grand espoir pour la réponse des cultures aux stresses
abiotiques (5).
Dans le cadre de ce projet, nous avons testé par la présente étude les effets de
l’humidité et de l’inoculation du symbionte sur des plants de Zea mays appartenant au cultivar
Friedrixx, afin d’estimer leur impact sur la production végétale (mesures de paramètres
mécaniques, physiologiques et photosynthétiques) ainsi que sur les activités de deux
communautés bactériennes du sol: les nitrifiants et les dénitrifiants. D'autre part, dans une
optique de réduction des intrants azotés, nous avons étudié l'influence de la lixiviation sur ces
activités et sur nos plantations.
Concernant les résultats les plus intéressants du point de vue agronomique, nous avons
pu mettre en évidence une amélioration significative des paramètres photosynthétiques grâce
à l'inoculation par le symbionte Azospirillum lipoferum, des effets très négatifs de la
lixiviaiton sur les activités nitrifiantes et dénitrifiantes du sol et une influence considérable du
manque ou de l'excès en eau sur la plupart des indicateurs de croissance de nos plantules.
L'ensemble de ces résultats permet de rappeler la nécessité d'une gestion réfléchie et
rigoureuse des paramètres qui influenceront la structure d sol (amendements organiques,
arrosage, travail mécanique du sol...) et ses activités associées pour une meilleure gestion des
intrants azotés. D'autre part, le choix de la période pour semer pour semer est un facteur
primordial de la croissance et de la survie de sa culture. Enfin, les résultats semblent
encourageant quant à l'intérêt d'inoculer le cultivar par une PGPR dans le but d'améliorer la
réponse de sa culture face aux stress abiotiques, de stimuler sa croissance dans une optique
d'amélioration des rendements.

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